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31980L1335

Erste Richtlinie 80/1335/EWG der Kommission vom 22. Dezember 1980 zur Angleichung der Rechtsvorschriften der Mitgliedstaaten über Analysemethoden zur Kontrolle der Zusammensetzung der kosmetischen Mittel

Amtsblatt Nr. L 383 vom 31/12/1980 S. 0027 - 0046 Finnische Sonderausgabe: Kapitel 13 Band 11 S. 0087  Spanische Sonderausgabe: Kapitel 15 Band 2 S. 0215  Schwedische Sonderausgabe: Kapitel 13 Band 11 S. 0087  Portugiesische Sonderausgabe: Kapitel 15 Band 2 S. 0215  Griechische Sonderausgabe: Kapitel 13 Band 11 S. 0014

++++  ERSTE RICHTLINIE DER KOMMISSION  vom 22 . Dezember 1980  zur Angleichung der Rechtsvorschriften der Mitgliedstaaten über Analysemethoden zur Kontrolle der Zusammensetzung der kosmetischen Mittel   ( 80/1335/EWG )  DIE KOMMISSION DER EUROPÄISCHEN GEMEINSCHAFTEN -  gestützt auf den Vertrag zur Gründung der Europäischen Wirtschaftsgemeinschaft ,  gestützt auf die Richtlinie 76/768/EWG des Rates vom 27 . Juli 1976 zur Angleichung der Rechtsvorschriften der Mitgliedstaaten über kosmetische Mittel ( 1 ) , geändert durch die Richtlinie 79/661/EWG ( 2 ) , insbesondere auf Artikel 8 Absatz 1 ,  in Erwägung nachstehende Gründe :  Die Richtlinie 76/768/EWG sieht amtliche Kontrollen der kosmetischen Mittel vor , um nachzuprüfen , ob die aufgrund der Gemeinschaftsbestimmungen über die Zusammensetzung der kosmetischen Mittel vorgeschriebenen Bedingungen erfuellt sind .  Hierzu müssen so rasch wie möglich alle erforderlichen Analysemethoden festgelegt werden . Die Festsetzung der Methoden für die Probenahme , die Vorbereitung der Proben im Laboratorium , den Nachweis und die quantitative Bestimmung des freien Natrium - und Kaliumhydroxids , den Nachweis und die quantitative Bestimmung von Oxalsäure und ihrer alkalischen Salze in Haarpflegemitteln , die Bestimmung des Chloroformgehalts in Zahnpasten , die Bestimmung des Zinkgehalts , den Nachweis und die quantitative Bestimmung von Phenolsulfonsäure bedeutet einen ersten Schritt in dieser Richtung .  Die in dieser Richtlinie vorgesehenen Maßnahmen entsprechen der Stellungnahme des Ausschusses für die Anpassung an den Technischen Fortschritt im Sinne der Richtlinie 76/768/EWG -  HAT FOLGENDE RICHTLINIE ERLASSEN :  Artikel 1  Die Mitgliedstaaten treffen alle zweckdienlichen Maßnahmen , um sicherzustellen , daß für   - die Probenahme ,   - die Vorbereitung der Proben im Laboratorium ,   - den Nachweis und die quantitative Bestimmung des freien Natrium - und Kaliumhydroxids ,   - den Nachweis und die quantitative Bestimmung von Oxalsäure und ihrer alkalischen Salze in Haarpflegemitteln ,   - die Bestimmung des Chloroformgehalts in Zahnpasten ,   - die Bestimmung des Zinkgehalts ,   - den Nachweis und die quantitative Bestimmung der Phenolsulfonsäure  die amtlichen Kontrollen von kosmetischen Mitteln nach den im Anhang beschriebenen Methoden durchgeführt werden .  Artikel 2  Die Mitgliedstaaten erlassen die erforderlichen Rechts - und Verwaltungsvorschriften , um dieser Richtlinie spätestens am 31 . Dezember 1982 nachzukommen . Sie setzen die Kommission unverzueglich davon in Kenntnis .  Artikel 3  Diese Richtlinie ist an die Mitgliedstaaten gerichtet .  Brüssel , den 22 . Dezember 1980  Für die Kommission  Richard BURKE  Mitglied der Kommission  ( 1 ) ABl . Nr . L 262 vom 27 . 9 . 1976 , S . 169 .  ( 2 ) ABl . Nr . L 192 vom 31 . 7 . 1979 , S . 35 .  ANHANG  I . PROBENAHME VON KOSMETISCHEN MITTELN  1 . ZWECK UND ANWENDUNGSBEREICH  Diese Vorschrift beschreibt die Probenahme von kosmetischen Mitteln , die in den verschiedenen Laboratorien untersucht werden .  2 . DEFINITIONEN  Einzelprobe :  Einheit , die aus einer zum Verkauf bestimmten Partie entnommen ist ;  Gesamtprobe :  Summe aller Einzelproben mit demselben Herstellungskennzeichen ;  Laborprobe :  Teilmenge der Gesamtprobe , die für die einzelnen Laboratorien bestimmt ist ;  Versuchsmenge :  der für eine Analyse erforderliche Teil der Laborprobe ;  Behältnis :  Gegenstand , der ein Erzeugnis enthält , und der mit dem Erzeugnis ständig in Berührung kommt .  3 . PROBENAHME  3.1 . Kosmetische Mittel werden in ihrer Originalpackung estnommen und unverändert dem Laboratorium zugeleitet .  3.2 . Bei kosmetischen Mittel die in Grosspackungen oder im Einzelverkauf nicht in der Originalpackung des Herstellers auf den Markt gebracht werden , werden für die Probenahme am Ort , ihrer Verwendung bzw . des Verkaufs besondere Vorschriften erlassen .  3.3 . Aus der Analysenvorschrift und der Zahl der durch jedes Laboratorium vorzunehmenden Analysen ergibt sich die Anzahl an Einzelproben , die für eine Laborprobe erforderlich sind .  4 . IDENTIFIZIERUNG DER PROBEN  4.1 . Die Proben sind am Ort der Probenahme gemäß den geltenden Vorschriften des betreffenden Mitgliedstaats , in dem die Probenahme erfolgt , zu versiegeln und zu identifizieren .  4.2 . Auf jeder Einzelprobe sind folgende Angaben anzubringen :   - Name des kosmetischen Mittels ,   - Datum , Stunde und Ort der Probenahme ,   - Name der mit der Probenahme beauftragten Person ,   - Name der die Untersuchung durchführenden Behörde .  4.3 . Über die Probenahme wird gemäß den in dem betreffenden Mitgliedstaat geltenden Vorschriften ein Bericht erstellt .  5 . LAGERUNG DER PROBEN  5.1 . Die Einzelproben sind entsprechend den vom Hersteller auf dem Etikett angegebenen Anweisungen zu lagern .  5.2 . Sofern keine besonderen Anweisungen bestehen , sind alle Laborproben bei einer Temperatur zwischen 10 * C und 25 * C und lichtgeschützt aufzubewahre .  5.3 . Die Einzelproben sind erst im Augenblick des Analysebeginns zu öffnen .  II . VORBEREITUNG DER PROBEN IM LABORATORIUM  1 . ALLGEMEINES  1.1 . Die Analysebestimmung wird an jeder Einzelprobe durchgeführt . Sofern die Menge zu klein ist , wird eine Mindestzahl von Einzelproben sorgfältig gemischt , bevor die Laborprobe entnommen wird .  1.2 . Das Behältnis wird geöffnet - sofern es die entsprechende Analysemethode vorsieht unter inerter Atmosphäre - und die für die Analyse notwendigen Versuchsmengen möglichst rasch entnommen . Danach werden die Analysen unverzueglich durchgeführt . Wenn die Probe konserviert werden muß , wird das Behältnis unter inerter Atmosphäre wieder verschlossen .  1.3 . Kosmetische Mittel können in fluessigem , festem oder pastösem Zustand sein . Es kann vorkommen , daß ursprünglich homogene Erzeugnisse später in mehreren Phasen vorliegen . In solchen Fällen müssen sie erneut homogenisiert werden .  1.4 . Sofern ein kosmetisches Mittel auf besondere Weise zum Verkauf angeboten wird , so daß nicht im Einklang mit diesen Vorschriften verfahren werden kann , und sofern keine zutreffenden Untersuchungsmethoden bestehen , kann nach eigenen Methoden verfahren werden , wenn diese in schriftlicher Form als Teil des Analyseberichts festgelegt werden .  2 . FLÜSSIGPHASEN  2.1 . In diesem Zustand befinden sich Erzeugnisse wie  " Eau de toilette " , Lotionen , Lösungen , Öle , milchige Zubereitungen , die in Flakons , Flaschen , Ampullen oder Tuben verpackt sind .  2.2 . Entnahme der Versuchsmenge :   - Vor dem Öffnen das Behältnis kräftig schütteln .   - Öffnen .   - Einige Milliliter der Flüssigkeit werden zur visuellen Prüfung in ein Reagenzröhrchen gegeben , um festzustellen , welche Eigenschaften das Erzeugnis bei der Entnahme der Versuchsmenge hat .   - Behältnis wieder verschließen oder die benötigte Versuchsmenge entnehmen .   - Behältnis wieder sorgfältig verschließen .  3 . PASTÖSE PHASEN  3.1 . In diesem Zustand befinden sich Erzeugnisse wie Pasten , Cremes , Emulsionen und Gele , die in Tuben , Druckflaschen oder Tiegel verpackt sind .  3.2 . Entnahme der Versuchsmenge :  Zwei Fälle sind möglich :  3.2.1 . Behältnisse mit enger Öffnung ( Tube , Druckflasche ) . Mindestens den ersten Zentimeter des zu analysierenden Produkts beseitigen . Versuchsmenge entnehmen und Behältnis sofort wieder verschließen .  3.2.2 . Behältnis mit weiter Öffnung ( Tiegel ) . Oberfläche leicht wegschaben , um die oberste Schicht zu entfernen . Die Versuchsmenge entnehmen und das Behältnis sofort wieder verschließen .  4 . FESTE PHASEN  4.1 . In diesem Zustand befinden sich Erzeugnisse wie Puder , Kompaktpuder oder Stifte , die in Schachteln oder Dosen verpackt sein können .  4.2 . Entnahme der Versuchsmenge :  Zwei Fälle sind möglich :  4.2.1 . Puder . Vor dem Entstöpseln oder Öffnen Puder kräftig schütteln . Öffnen und Versuchsmenge entnehmen .  4.2.2 . Kompaktpuder oder Stift . Durch leichtes Schaben Oberfläche des festen Körpers entfernen und Versuchsmenge entnehmen .  5 . DRUCKGASPACKUNGEN ( Aerosole )  5.1 . Diese Erzeugnisse sind in Artikel 2 der Richtlinie des Rates 75/324/EWG vom 20 . Mai 1975 definiert ( 1 ) .  5.2 . Laborprobe :  Die Druckgaspackung wird zunächst kräftig geschüttelt . Sodann wird eine repräsentative Menge des Inhalts mittels eines Anschlußstücks ( siehe Abbildung 1 ) in eine mit einem Aerosolventil ausgestattete kunststoffbeschichtete durchsichtige Flasche übergeleitet . Die Flasche besitzt kein Steigrohr . In Sonderfällen kann die Analysenmethode die Verwendung anderer Anschlußstücke vorsehen . Durch dieses Überleiten wird der Inhalt der Druckgaspackung gut sichtbar . Vier Fälle sind möglich :  5.2.1 . Der Inhalt ist eine homogene Lösung . Er ist als solcher für die weitere Analyse direkt verwendbar .  5.2.2 . Der Inhalt besteht aus zwei Flüssigphasen . Jede einzelne Phase kann nach dem Umfuellen der untersten Phase in eine zweite Aufnahmeflasche analysiert werden . Beim Umfuellen muß die erste Aufnahmeflasche mit dem Ventil nach unten gehalten werden . Die untere Phase ist häufig wäßrig und enthält kein Treibgas mehr  ( Fall Butan/Wasser ) .  5.2.3 . Der Inhalt besteht aus einem Puder in Suspension . Nach Abtrennung des Puders kann die Flüssigphase analysiert werden .  5.2.4 . Aerosolschaum . In die Aufnahmeflasche wird eine Menge von ca . 5 bis 10 Gramm 2-Methoxyäthanol genau eingewogen . Dieser Stoff verhindert bei der Entgasung die Schaumbildung , so daß die Treibgase ohne Flüssigkeitsverlust abgetrennt werden können .  5.3 . Hilfsmittel  Das Anschlußstück P1 ( siehe Abbildung 1 ) wird aus Duraluminium oder aus Messing angefertigt . Es ist so beschaffen , daß es mittels eines Anschlußstücks aus Polyäthylen an die unterschiedlichen Ventilsysteme passt  ( siehe Abbildungen 2 und 3 ) .  Die Aufnahmeflasche ( siehe Abbildung 4 ) besteht aus weissem Glas , das aussen mit einer durchsichtigen Kunststoffschutzschicht überzogen ist . Der Flascheninhalt beträgt 50 bis 100 ml . Die Flasche ist mit dem Ventil , aber ohne Steigrohr ausgestattet .  5.4 . Verfahren  Um eine ausreichende Menge überzuleiten , ist es erforderlich , die Luft aus der Flasche zu verdrängen . Zu diesem Zweck werden mittels des Anschlußstücks P1 ungefähr 10 ml Dichlordifluormethan oder Butan ( je nach Art des zu untersuchenden Aerosols ) eingefuellt . Dieses lässt man bis zum vollkommenen Verschwinden der fluessigen Phase verdampfen ; die Flasche ist dabei mit dem Ventil nach oben zu halten . Das Anschlußstück wird abgetrennt und die Aufnahmeflasche gewogen ( " a " Gramm ) . Die Druckgaspakkung , von der eine Probe entnommen werden soll , wird kräftig geschüttelt . Nun wird das Anschlußstück P1 auf das Ventil der Druckgasflasche aufgesetzt ( Ventil nach oben ) , dann die Aufnahmeflasche P t ( Hals nach unten ) auf das Anschlußstück P1 angeschlossen und gedrückt . Auf diese Weise wird die Aufnahmeflasche bis zu etwa 2/3 gefuellt . Wird die Überleitung aufgrund eines Druckausgleichs vorzeitig unterbrochen , so kann sie durch Abkühlen der Aufnahmeflasche fortgesetzt werden . Das Anschlußstück P1 wird abgenommen , die gefuellte Aufnahmeflasche gewogen  ( " b " Gramm ) und das Gewicht des übergeleiteten Erzeugnisses ( m1 ) ermittelt ( m1 = b - a ) .  Die auf diese Weise erhaltene Probe kann verwendet werden :  1 . für die übliche chemische Analyse ,  2 . für eine gaschromatographische Analyse der fluechtigen Bestandteile .  5.4.1 . Chemische Analyse  Mit der Aufnahmeflasche - Hals nach oben - wird nun wie folgt verfahren :   - Verdampfen . Wenn durch die Verdampfung Schaum gebildet wird , so ist eine Aufnahmeflasche zu verwenden , in die zuvor mittels einer Injektionsspritze durch das Anschlußstück P1 eine bekannte Menge von 2-Methoxyäthanol ( ca . 5 bis 10 g ) eingegeben wird .   - Die quantitative Abtrennung der fluechtigen Bestandteile wird durch Bewegen im Wasserbad von 40 * C vervollständigt .   - Nach erneutem Wiegen der Aufnahmeflasche ( " c " Gramm ) wird das Gewicht des Rückstands ( m2 ) ermittelt  ( m2 = c - a ) .   ( Bei der Berechnung des Gewichts des Rückstands ist gegebenenfalls die Menge des zugegebenen Methoxyäthanols zu berücksichtigen . )   - Anschlußstück P1 von der Aufnahmeflasche abnehmen ;   - Rückstand in einer bekannten Menge eines geeigneten Lösungsmittels quantitativ lösen ;   - Durchführung der gewünschten Analyse an einer aliquoten Teilmenge .  Formeln für die Berechnung :  R = r * m2/m1 und Q = R * P/100 ;  dabei ist :  m1 = das Gewicht des in die Aufnahmeflasche übergeleiteten Erzeugnisses ,  m2 = das Gewicht des Rückstands nach Erwärmen bei 40 * C ,  r = Prozentanteil der enthaltenen Substanz in m2  ( Bestimmung durch geeignete Methode ) ,  R = Prozentanteil der enthaltenen Substanz im gesamten Erzeugnis ,  Q = absolute Gesamtmenge der enthaltenen Substanz in der Druckgaspackung ,  P = Nettogewicht der ursprünglichen Druckgaspackung .  5.4.2 . Gaschromatographische Analyse der fluechtigen Bestandteile  5.4.2.1 . Prinzip  Aus der Aufnahmeflasche P t wird mittels einer Injektionsspritze zur Gaschromatographie eine ausreichende Menge an Flüssigkeit entnommen . Der Inhalt der Spritze wird sodann in den Chromatograph injiziert .  5.4.2.2 . Hilfsmittel  Injektionsspritze zur Gaschromatographie ( Abbildung 5 )  " Precision sampling " , Serie A2 ( oder gleichwertige Spritze ) . Diese Spirtze ist an ihrem Nadelende mit einem Verschlußhahn versehen . Die Spritze ist mit der Augnahmeflasche durch das Anschlußstück P1 und durch ein Polyäthylen-Röhrchen ( Länge 8 mm , Durchmesser 2,5 mm ) verbunden .  5.4.2.3 . Verfahren  Nach Überleitung einer ausreichenden Menge des Erzeugnisses in die Aufnahmeflasche mittels des Anschlußstücks P1 wird das konische Ende der Spritze , wie unter 5.4.2.2 beschrieben , auf die Aufnahmeflasche aufgesetzt . Bei geöffnetem Verschlußhahn wird eine ausreichende Menge an Flüssigkeit angesaugt ; Gasblasen durch wiederholtes Hin - und Herbewegen des Kolbens entfernt ( erforderlichenfalls Kühlen der Spritze ) . Wenn die Spritze eine ausreichende Menge an blasenfreier Flüssigkeit enthält , wird der Verschlußhahn geschlossen und die Spritze von der Aufnahmeflasche gelöst . Nun wird eine Nadel aufgesetzt , die Spritze in das Einlaßsystem der Chromatographen eingeführt , der Verschlußhahn geöffnet und injiziert .  5.4.2.4 . Interner Standard  Sofern die Anwendung eines internen Standards erforderlich ist , so kann dieser ebenfalls mit Hilfe einer Spritze und eines Anschlußstücks in die Aufnahmeflasche eingegeben werden .  Abbildung 1 , 2 , 3 , 4 und 5 : siehe ABl .  III . NACHWEIS UND QUANTITATIVE BESTIMMUNG DES FREIEN NATRIUM - UND KALIUMHYDROXIDS  1 . ZWECK UND ANWENDUNGSBEREICH  Die Methode beschreibt die Identifizierung signifikanter Mengen freier Natrium - und/oder Kaliumhydroxide in kosmetischen Mitteln und die quantitative Bestimmung des freien Natrium - und Kaliumhydroxids in Entkräuselungsmitteln und Nagelhautentfernern .  2 . DEFINITION  Freies Natrium - und Kaliumhydroxid wird durch die bei der Neutralisation des kosmetischen Mittels unter den vorgeschriebenen Bedingungen verbrauchte  ( eingestellte ) Säuremenge bestimmt . Die titrierte Menge wird als freies Natriumhydroxid angegeben .  3 . PRINZIP  Die Probe wird in Wasser gelöst oder dispergiert und mit einer eingestellten Säure titriert . Die pH-Wertänderung wird im Verlauf der Säurezugabe registriert . Bei einer einfachen Natrium - oder Kaliumhydroxidlösung entspricht der Endpunkt einer eindeutigen maximalen neutralisierten Menge des registrierten pH-Wertes .  Die normale Titrationskurve kann verändert werden durch die Anwesenheit von  a ) Ammoniak und andere schwache organische Basen , die selbst eine verhältnismässig flache Titrationskurve aufweisen . Ammoniak wird bei dieser Methode durch Verdampfen bei vermindertem Druck bei Zimmertemperatur entfernt ;  b ) Salzen schwacher Säuren , die eine Titrationskurve mit mehren Umschlagspunkten ergeben können . In solchen Fällen entspricht nur der erste Teil der Kurve bis zu dem ersten Umschlagspunkt der Neutralisation des Hydroxid-Ions durch das freie Natrium - oder Kaliumhydroxid .  Ein Alternativverfahren - die Titration in alkoholischer Lösung - ist dort anzuwenden , wo eine grössere Störung durch Salze schwacher Säuren verursacht wird .  Auch wenn theoretisch die Möglichkeit besteht , daß andere lösliche starke Basen , wie zum Beispiel Lithiumhydroxid und quaternäre Ammoniumhydroxide einen hohen pH-Wert verursachen könnten , ist ihre Anwesenheit in kosmetischen Mitteln dieser Art sehr unwahrscheinlich .  4 . IDENTIFIZIERUNG  4.1 . Reagenzien  4.1.1 . standardisierte alkalische Pufferlösung mit einem pH von 9,18 : 0,05 M Natriumtetraborat-Dekahydrat .  4.2 . Apparative Ausrüstung  4.2.1 . übliche Laborgläser  4.2.2 . pH-Meter  4.2.3 . Glaselektrode  4.2.4 . standardisierte Kalomelelektrode .  4.3 . Verfahren  Die Eichung des pH-Meters erfolgt mit Hilfe der Pufferlösung ( 4.1.1 ) .  Eine 10 %ige Lösung oder Dispersion der Probe ist in Wasser anzusetzen und abzufiltern ; der pH-Wert ist zu messen . Bei einem pH-Wert von * 12 ist eine quantitative Bestimmung vorzunehmen .  5 . QUANTITATIVE BESTIMMUNG  5.1 . Titration in wäßriger Lösung  5.1.1 . Reagenzien  5.1.1.1 . 0,1 N HCl .  5.1.2 . Apparative Ausrüstung  5.1.2.1 . übliche Laborgläser  5.1.2.2 . pH-Meter , eventuell mit Schreiber  5.1.2.3 . Glaselektrode  5.1.2.4 . standardisierte Kalomelelektrode .  5.1.3 . Verfahren  In ein 150-ml-Becherglas werden etwa 0,5 bis 1,0 g der Probe genau eingewogen . Nach Zugabe einiger Siedesteinchen wird das Becherglas , sofern Ammoniak vorhanden ist - in einen Vakuumexsikkator gestellt und mit einer Wasserstrahlpumpe drei Stunden lang evakuiert , bis kein Ammoniakgeruch mehr wahrnehmbar ist . Danach werden 100 ml Wasser hinzugefügt , der Rückstand homogenisiert und mit 0,1 N Salzsäure  ( 5.1.1.1 ) titriert . Die Änderung des pH-Wertes ist zu registrieren ( 5.1.2.2 ) .  5.1.4 . Berechnung  Die Titrationskurve wird aufgenommen und die Umschlagspunkte abgelesen . Tritt der erste Umschlagspunkt bei einem pH-Wert unter 7 auf , so ist die Probe frei von Natrium - oder Kaliumhydroxid . Bei zwei oder mehr Umschlagspunkten sind nur die ersten relevant .  Das Titransvolumen bis zu dem ersten Umschlagspunkt ist festzustellen .  Wenn V das Titransvolumen in ml ,  Wenn M die Masse dieses Probenteils in Gramm * edeuten , dann ist die Konzentration von Natrium - und/oder Kaliumhydroxiden in der Probe , ausgedrückt in Masseprozent von Natriumhydroxid :   % NaOH = 0,4 V/M  Es ist denkbar , daß sich in der Titrationskurve trotz der Anzeichen für die Anwesenheit einer signifikanten Natrium - oder Kaliumhydroxidmenge kein ausgeprägter Umschlagspunkt ausbildet . In diesem Fall ist die Bestimmung durch Titration in Isopropanol zu wiederholen .  5.2 . Titration in Isopropanol  5.2.1 . Reagenzien  5.2.1.1 . Isopropanol  5.2.1.2 . 1 N HCl  5.2.1.3 . 0,1 N HCl in Isopropanol : Unmittelbar vor dem Gebrauch durch Verdünnung der wässerigen 1,0 N HCl mit Isopropanol anzusetzen .  5.2.2 . Apparative Ausrüstung  5.2.2.1 . übliche Laborgläser  5.2.2.2 . pH-Meter , eventuell mit Schreiber  5.2.2.3 . Glaselektrode  5.2.2.4 . standardisierte Kalomeielektrode .  5.2.3 . Verfahren  In einem 150-ml-Becherglas werden etwa 0,5 bis 1,0 g der Probe genau eingewogen . Nach Zugabe einiger Siedesteinchen wird das Becherglas - sofern Ammoniak vorhanden ist - in einen Vakuumexsikkator gestellt und mit einer Wasserstrahlpumpe drei Stunden lang evakuiert , bis kein Ammoniakgeruch mehr wahrnehmbar ist . Danach werden 100 ml Isopropanol hinzugefügt , der Rückstand homogenisiert und mit 0,1 N HCl in Isopropanol ( 5.2.1.3 ) titriert . Die Änderung des pH-Wertes ( 5.2.2.2 ) ist zu registrieren .  5.2.4 . Berechnung  Wie in ( 5.1.4 ) tritt der erste Umschlagspunkt bei einem pH-Wert von etwa 9 auf .  5.3 . Wiederholbarkeit ( 2 )  Bei einem Gehalt von 5 % m/m darf der Unterschied zwischen den Ergebnissen zweier Parallelbestimmungen an derselben Probe nicht höher sein als 0,25 % .  IV . NACHWEIS UND QUANTITATIVE BESTIMMUNG VON OXALSÄURE UND IHRER ALKALISCHEN SALZE IN HAARPFLEGEMITTELN  1 . ZWECK UND ANWENDUNGSBEREICH  Die im folgenden beschriebene Methode ist für die quantitative und qualitative Bestimmung von Oxalsäure und deren Alkalisalze in Haarpflegemitteln geeignet . Sie kann in farblosen , wässerigen oder wässerigalkoholischen Lösungen und Lotionen , die etwa 5 % Oxalsäure oder eine äquivalente Menge deren Alkalisalze enthalten , verwendet werden .  2 . DEFINITION  Die nach dieser Methode bestimmten Gehalte der Oxalsäure und/oder ihrer Alkalisalze werden in Massenprozent ( m/m ) angegeben .  3 . PRINZIP  Nach der Entfernung eventuell anwesender anionaktiver Tenside mittels p-Toluidinhydrochlorid wird die Oxalsäure und/oder ihre Alkalisalze gefällt und die Lösung filtriert . Der Niederschlag wird in Schwefelsäure gelöst und mit Kaliumpermanganat titriert .  4 . REAGENZIEN  Alle Reagenzien müssen analysenrein sein .  4.1 . Ammoniumacetatlösung : 5 %ig ( m/m )  4.2 . Calciumchloridlösung : 10 %ig ( m/m )  4.3 . Äthanol : 95 %ig ( v/v )  4.4 . Tetrachlorkohlenstoff  4.5 . Diäthyläther  4.6 . p-Toluidinhydrochloridlösung : 6,8 %ig ( m/m )  4.7 . 0,1 N Kaliumpermanganatlösung  4.8 . Schwefelsäure : 20 %ig ( m/m )  4.9 . Salzsäure : 10 %ig ( m/m )  4.10 . Natriumacetat * 3H2O  4.11 . Eisessig  4.12 . Schwefelsäure ( 1 : 1 )  4.13 . Bariumhydroxidlösung ( gesättigt ) .  5 . GERÄTE  5.1 . Scheidetricher : 500 ml  5.2 . Bechergläser : 50 und 600 ml  5.3 . Glasfiltertiegel : G-4  5.4 . Meßzylinder : 25 und 100 ml  5.5 . Pipetten : 10 ml  5.6 . Saugflasche : 500 ml  5.7 . Wasserstrahlpumpe  5.8 . Thermometer : 0 bis 100 * C  5.9 . Magnetrührer mit Heizelement  5.10 . Magnetrührstäbchen , teflonbeschichtet  5.11 . Bürette : 25 ml  5.12 . Erlenmeyerkolben : 250 ml .  6 . DURCHFÜHRUNG  6.1 . 6 bis 7 g der Probe werden in ein 50-ml-Becherglas eingewogen , mit verdünnter Salzsäure ( 4.9 ) auf pH = 3 eingestellt und dann die Lösung mit 100 ml destilliertem Wasser in einen Scheidetrichter überführt . Anschließend werden 25 ml Äthanol ( 4.3 ) , 25 ml p-Toluidinhydrochloridlösung ( 4.6 ) sowie 25 bis 30 ml Tetrachlorkohlenstoff ( 4.4 ) hinzugefügt und die Mischung kräftig geschüttelt .  6.2 . Nach der Trennung der Phasen wird die untere Schicht ( organische Phase ) verworfen , die Extraktion mit den unter 6.1 genannten Reagenzien wiederholt und die organische Phase erneut verworfen .  6.3 . Die wässerige Lösung wird in ein 600-ml-Becherglas gespült und der noch in der Lösung enthaltene Tetrachlorkohlenstoff verkocht .  6.4 . Anschließend werden 50 ml Ammoniumacetatlösung  ( 4.1 ) hinzugegeben , die Lösung zum Sieden erhitzt  ( 5.9 ) und zu der kochenden Lösung 10 ml erwärmte Calciumchloridlösung ( 4.2 ) unter Rühren hinzugefügt ; den Niederschlag lässt man absetzen .  6.5 . Die vollständige Fällung wird durch Zusatz einiger Tropfen Calciumchloridlösung ( 4.2 ) geprüft . Man lässt auf Zimmertemperatur abkühlen , fügt unter Rühren ( 5.10 ) 200 ml Äthanol ( 4.3 ) hinzu und lässt diese Lösung 30 Minuten lang stehen .  6.6 . Die Flüssigkeit wird durch einen Glasfiltertiegel  ( 5.3 ) filtriert , der Niederschlag mit einer kleinen Menge warmem Wasser ( 50 bis 60 * C ) in den Glasfiltertiegel eingebracht und mit kaltem Wasser gewaschen .  6.7 . Anschließend wird der Niederschlag noch fünfmal mit wenig Methanol ( 4.3 ) und etwas Diäthyläther ( 4.5 ) nachgewaschen , danach in 50 ml heisser Schwefelsäure ( 4.8 ) gelöst und die Lösung durch einen Filtertiegel gesaugt .  6.8 . Die Lösung wird quantitativ in einen Erlenmeyerkolben ( 5.12 ) überführt und mit Kaliumpermanganatlösung ( 4.7 ) bis zur schwachen Rosafärbung titriert .  7 . BERECHNUNG  Der Oxalsäuregehalt der Probe wird in Massenprozent nach der folgenden Formel berechnet :   % Oxalsäure = A mal 4,50179 mal 100/E mal 1 000  hierbei ist :  A = Verbrauch an 0,1 N Kaliumpermanganatlösung ( 6.8 ) ,  E = Einwaage der Probe in Gramm ( 6.1 ) ,  4,50179 = Umrechnungsfaktor für Oxalsäure .  8 . WIEDERHOLBARKEIT ( 2 )  Bei einem Oxalsäuregehalt von etwa 5 % ( m/m ) darf der Unterschied zwischen den Ergebnissen von zwei Parallelbestimmungen an der gleichen Probe 0,15 % nicht überschreiten .  9 . NACHWEIS  9.1 . Prinzip  Oxalsäure und/oder ihre Alkalisalze werden als Calciumoxalat gefällt und in Schwefelsäure gelöst . Der Lösung wird wenig Kaliumpermanganatlösung hinzugegeben , das durch Oxalat unter Freisetzen von Kohlensäure entfärbt wird . Durch Einleiten der Kohlensäure in Bariumhydroxidlösung entsteht ein weisser Niederschlag ( Trübung ) von Bariumcarbonat .  9.2 . Verfahren  9.2.1 . Ein Teil der Probe wird nach 6.1 bis 6.3 behandelt ; eventuell enthaltene waschaktive Substanzen werden auf diese Weise entfernt .  9.2.2 . Etwa 10 ml der nach 9.2.1 ethaltenen Lösung wird eine Spatelspitze Natriumacetat ( 4.10 ) zugegeben und die Lösung mit einigen Tropfen Eisessig  ( 4.11 ) angesäuert .  9.2.3 . Dieser Lösung wird eine 10 %ige Calciumchloridlösung ( 4.2 ) zugegeben und danach die Lösung filtriert . Der Calciumoxalatniederschlag wird in 2 ml Schwefelsäure 1 : 1 ( 4.12 ) gelöst .  9.2.4 . Die Lösung wird in ein Reagenzglas eingegeben und tropfenweise etwa 0,5 ml 0,1 N Kaliumpermanganatlösung hinzugefügt . Bei Gegenwart von Oxaiat entfärbt sich diese Lösung erst langsam und dann schnell .9.2.5 . Nach der Zugabe der Kaliumpenmanganatlösung  ( 4.7 ) wird das Reagenzglas sofort mit einem geeigneten Stopfen mit einem Glasröhrchen verschlossen , leicht erwärmt und die freigesetzte Kohlensäure in gesättigte Bariumhydroxidlösung ( 4.13 ) eingeleitet . Die Bildung einer weissen Trübung von Bariumcarbonat innerhalb von 3 bis 5 Minuten zeigt das Vorhandensein von Oxalsäure an .  V . BESTIMMUNG DES CHLOROFORMGEHALTS IN ZAHNPASTEN  1 . ZWECK UND ANWENDUNGSBEREICH  Die Methode beschreibt die gaschromatographische Bestimmung von Chloroform in Zahnpasten . Sie eignet sich für die Bestimmung eines Chloroformgehalts bis zu 5 % .  2 . DEFINITION  Das nach dieser Arbeitsvorschrift bestimmte Chloroform wird in Massenprozent des Erzeugnisses ausgedrückt .  3 . PRINZIP  Die Zahnpasta wird in einem Gemisch von Dimethylformamid und Methanol , dem eine bekannte Menge Acetonitril als interner Standard zugegeben ist , suspendiert und zentrifugiert . Ein Teil der fluessigen Phase wird gaschromatographisch analysiert und danach der Chloroformgehalt berechnet .  4 . REAGENZIEN  Alle Reagenzien müssen analysenrein sein .  4.1 . Porapak Q oder Chromosorb 101 , 80 - 100 mesh oder gleichwertiges Material  4.2 . Acetonitril  4.3 . Chloroform  4.4 . Dimethylformamid  4.5 . Methanol  4.6 . Lösung für den internen Standard :  Mit einer Pipette werden 5 ml Dimethylformamid ( 4.4 ) in einen 50-ml Meßkolben eingegeben und hierzu etwa 300 mg ( M ) Acetonitril genau eingewogen . Danach wird bis zur Marke mit Dimethylformamid aufgefuellt und gemischt .  4.7 . Lösung zur Bestimmung des relativen Ansprechfaktors :  5,0 ml der internen Standardlösung ( 4.6 ) werdem mit einer Pipette in einen 10-ml-Meßkolben gegeben , hierzu etwa 300 mg ( M1 ) Chloroform ( 4.3 ) genau eingewogen und bis zur Marke mit Dimethylformamid aufgefuellt .  5 . GERÄTE  5.1 . Analysenwaage  5.2 . Gaschromatograph mit Flammenionisationsdetektor  5.3 . Injektionsspritze : 5 bis 10 ml mit 0,1-Mikrolitereinteilung  5.4 . Messpipetten : 1,4 und 5 ml  5.5 . Meßkolben : 10 und 50 ml  5.6 . Reagenzgläser mit etwa 20 ml Volumen mit Schraubstopfen , der an der Innenseite mit einem teflonbeschichteten Verschlussplättchen versehen ist  5.7 . Zentrifuge  6 . DURCHFÜHRUNG  6.1 . Empfohlene gaschromatographische Bedingungen  6.1.1 . Säulentyp : Glas  Länge : 150 cm  Durchmesser innen : 4 mm  Durchmesser aussen : 6 mm  6.1.2 . Säulenfuellmaterial : Poropak Q oder Chromosorb 101 - 80 bis 100 mesh oder gleichwertiges Material ( 4.1 ) .  6.1.3 . Detektor : Flammenionisationsdetektor , dessen Empfindlichkeit so einzustellen ist , daß bei Injektion von 3 ml der Lösung ( 4.7 ) die Höhe des Acetonitril-Peaks etwa 3/4 der Gesamtskala abdeckt .  6.1.4 . Gase :  Trägergas : Stickstoff - 65 ml pro min .  Hilfsgase : Luft oder Sauerstoff ; der Gasdurchsatz für den Flammenionisationsdetektor ist so einzustellen , daß der Luft - oder Sauerstoffdurchsatz 5-bis 10mal höher als der Wasserstoffdurchsatz ist .  Wasserstoff .  6.1.5 . Temperatur :  Injektionsblock : 210 * C  Detektor : 210 * C  Säule : 175 * C  6.1.6 . Schreiber :  Papiervorschub etwa 100 cm pro Stunde .  6.2 . Probenvorbereitung  Die Probe für die Analyse wird einer noch nicht geöffneten Tube entnommen . Ein Drittel des Tubeninhalts ist zu verwerfen . Danach wird die Tube verschlossen , der Inhalt gründlich durchgemischt und die Analysenprobe entnommen .  6.3 . Quantitative Bestimmung  6.3.1 . 6 bis 7 g ( M0 ) der nach ( 6.2 ) vorbereiteten Zahnpastenprobe werden auf 10 mg genau in ein Reagenzglas mit Schraubstopfen ( 5.6 ) eingewogen und einige Glasperle * beigegeben .  6.3.2 . In das Reagenzglas werden 5,0 ml der Standardlösung ( 4.6 ) , 4 ml Dimethylformamid ( 4.4 ) und 1 ml Methanol ( 4.5 ) einpipettiert , mit dem Schraubstopfen verschlossen und homogenisiert .  6.3.3 . Das verschlossene Reagenzglas wird eine halbe Stunde mechanisch geschüttelt und dann etwa 15 Minuten bei einer Drehzahl , die eine saubere Trennung der Phasen erlaubt , zentrifugiert .  Bemerkung : Gelegentlich kommt es vor , daß die fluessige Phase nach dem Zentrifugieren noch getrübt ist . Hier lässt sich eine Verbesserung erreichen indem man 1 bis 2 g Natriumchlorid zu der fluessigen Phase gibt und erneut zentrifugiert .  6.3.4 . 3 ml dieser Lösung ( 6.3.3 ) werden unter den in ( 6.1 ) beschriebenen Bedingungen injiziert . Dieser Vorgang wird wiederholt . Bei Beachtung der oben beschriebenen Voraussetzungen gelten als Retentionszeiten folgende Richtwerte :  Methanol ca . 1 Min .  Acetonitril ca . 2,5 Min .  Chloroform ca . 6 Min .  Dimethylformamid 15 Min .  6.3.5 . Bestimmung des relativen Ansprechfaktors  Zur Bestimmung des relativen Ansprechfaktors werden 3 ml der Lösung ( 4.7 ) injiziert . Dieser Vorgang ist zu wiederholen . Der relative Ansprechfaktor ist täglich zu bestimmen .  7 . BERECHNUNG  7.1 . Berechnung des relativen Ansprechens  7.1.1 . Die Höhe und die Breite in halber Höhe des Acetonitril-Peaks und des Chloroform-Peaks ist zu messen und die Fläche der beiden Peaks mit der Formel Höhe mal Breite ( in halber Höhe ) zu berechnen .  7.1.2 . Man bestimmt die Fläche der nach ( 6.3.5 ) erhaltenen Chromatogramme und berechnet den relativen Ansprechfaktor f s mit Hilfe folgender Formel :  f s = AS * Mi/MS * Ai = AS * 1/10 M/Ai * M1 ;  hierbei ist :  f s = relativer Ansprechfaktor für das Chloroform ,  AS = Fläche des Chloroform-Peaks ( 6.3.5 ) ,  Ai = Fläche des Acetonitril-Peaks ( 6.3.5 ) ,  MS = Chloroformmenge in mg pro 10 ml der nach ( 6.3.6 ) aufgegebenen Lösung ( = M1 ) ,  Mi = Acetonitrilmenge in mg pro 10 ml der nach ( 6.3.6 ) aufgegebenen Lösung ( = 1/10 M )  Abschließend wird das Mittel der festgestellten Werte berechnet .  7.2 . Berechnung des Chloroformgehalts  7.2.1 . Berechnet wird die Fläche des Chloroform-Peaks und des Acetonitril-Peaks der gemäß ( 6.3.4 ) erhaltenen und nach ( 7.1.1 ) ausgewerteten Chromatogramme .  7.2.2 . Der Gehalt der Zahnpasta an Chloroform wird nach der folgenden Formel berechnet :   % X = As * Mi/f s * M sx * Ai  100 % = As * M/f s * Ai * M o * 100 ;  hierbei ist :   % X = Gehalt an Chloroform in % der Masse der Zahnpasta ,  As = Fläche des Chloroform-Peaks ( 6.3.4 ) ,  Ai = Fläche des Acetonitril-Peaks ( 6.3.4 ) ,  M sx = Masse in mg der nach ( 6.3.1 ) geprüften Analysenprobe ( = 1 000 * M o ) ,  Mi = Acetonitrilmenge in mg pro 10 ml der nach ( 6.3.2 ) erhaltenen Lösung ( 1/10 M ) .  Abschließend wird der Mittelwert der festgestellten Gehalte berechnet . Das Ergebnis wird mit einer Dezimalstelle nach dem Komma angegeben .  8 . WIEDERHOLBARKEIT ( 2 )  Bei einem Chloroformgehalt von 3 % m/m darf der Unterschied zwischen den Ergebnissen zweier Parallelbestimmungen an derselben Probe nicht höher sein als 0,3 % .  VI . BESTIMMUNG DES ZINKGEHALTS  1 . ZWECK UND ANWENDUNGSBEREICH  Die Methode beschreibt die Bestimmung von Zink , das als Chlorid , Sulfat bzw . Phenolsulfonat oder als Kombination mehrerer dieser Zinksalze in Kosmetika enthalten ist .  2 . DEFINITION  Der Zinkgehalt der Probe wird als Zink-2-methyl-8-oxychinolat gravimetrisch nach dem nachstehenden Verfahren bestimmt und als Massenprozent Zink angegeben .  3 . PRINZIP  Das gelöste Zinksalz wird in saurem Milieu als Zink-2-methyl-8-oxychinolat gefällt . Der Niederschlag wird abfiltriert , getrocknet und ausgewogen .  4 . REAGENZIEN  Alle Reagenzien müssen analysenrein sein .  4.1 . Ammoniak , konz . 25 %ig ( m/m ) ; d ( 20,4 ) = 0,91  4.2 . Eisessig  4.3 . Ammoniumacetat  4.4 . 2-Methyl-8-oxychinolin  4.5 . Ammoniaklösung : 6 %ig ( m/v ) . Hierzu werden 240 g Ammoniak ( 4.1 ) in einen 1 000-ml-Meßkolben gegeben und mit destilliertem Wasser bis zur Marke aufgefuellt .  4.6 . Ammoniumacetatlösung ; 0,2 molar : Hierzu werden 15,4 g Ammoniumacetat ( 4.3 ) in destilliertem Wasser gelöst , die Lösung in einen 1 000-ml-Meßkolben eingegeben , bis zur Marke mit destilliertem Wasser aufgefuellt und gemischt .  4.7 . 2-Methyl-8-oxychinolin-Lösung : 5 g 2-Methyl-8-oxychinolin werden in 12 ml Eisessig in einem 1 000-ml-Meßkolben gelöst , bis zur Marke mit destilliertem Wasser aufgefuellt und gemischt .  5 . GERÄTE  5.1 . Meßkolben : 100 und 1 000 ml  5.2 . Bechergläser : 400 ml  5.3 . Meßzylinder : 50 und 150 ml  5.4 . Messpipetten : 10 ml  5.5 . Glasfiltertiegel G 4  5.6 . Saugflasche : 500 ml  5.7 . Wasserstrahlpumpe  5.8 . Thermometer : Skala 0 bis 100 * C  5.9 . Exsikkator mit geeignetem Trocknungsmittel mit Feuchtigkeitsindikator , z . B . Silikagel oder gleichwertiges  5.10 . Trockenschrank : eingestellt auf 150 mehr oder weniger 2 * C  5.11 . pH-Indikatorpapier  5.12 . Heizplatte  6 . DURCHFÜHRUNG  6.1 . 5 bis 10 g ( M ) der zu untersuchenden Probe , die etwa 50 bis 100 mg Zink enthalten , werden in ein 400-ml-Becherglas eingewogen , 50 ml destilliertes Wasser hinzugefügt und der Inhalt durchgemischt .  6.2 . Für je 10 mg in der Lösung ( 6.1 ) enthaltenes Zink werden 2 ml der 2-Methyl-8-oxychinolinlösung ( 4.7 ) zugegeben und erneut durchgemischt .  6.3 . Nach dem Verdünnen mit 150 ml destilliertem Wasser wird die Lösung auf 60 * C erwärmt ( 5.12 ) , dann werden unter Rühren 45 ml 0,2 molare Ammoniumacetatlösung  ( 4.6 ) hinzugegeben .  6.4 . Der pH-Wert der Lösung wird durch Einrühren von Ammoniaklösung ( 4.5 ) auf 5,7 bis 5,9 eingestellt ; er wird mit pH-Indikatorpapier ( 5.11 ) kontrolliert .  6.5 . Die Lösung wird 30 Minuten lang stehengelassen und danach mit einer Wasserstrahlpumpe durch eine zuvor bei 150 * C getrocknete und nach dem Abkühlen gewogene ( M0 ) Fritte ( G 4 ) filtriert . Anschließend wird der in der Fritte gesammelte Niederschlag mit insgesamt 150 ml etwa 95 * C heissem destilliertem Wasser gewaschen .  6.6 . Der Niederschlag wird in einem Trockenofen bei 150 * C eine Stunde lang getrocknet .  6.7 . Nach der Trockenzeit wird die Fritte mit dem Niederschlag aus dem Trockenofen genommen und in einen Exsikkator ( 5.9 ) gestellt ; nach dem Abkühlen auf Zimmertemperatur wird deren Masse ( M1 ) bestimmt .  7 . BERECHNUNG  Der Zinkgehalt der Probe wird in Massenprozenten  ( % m/m ) nach folgender Formel berechnet :   % Zink = ( M1 - M o ) mal 17,12/M ;  hierbei ist :  M = Masse in Gramm der Probe ( 6.1 ) ,  M o = Masse in Gramm der leeren und getrockneten Fritte  ( 6.5 ) ,  M1 = Masse in Gramm der Fritte mit dem Niederschlag  ( 6.7 ) .  8 . WIEDERHOLBARKEIT ( 2 )  Bei einem Zinkgehalt von etwa 1 % ( m/m ) darf der Unterschied zwischen den Ergebnissen von 2 Parallelbestimmungen an der gleichen Probe 0,1 % nicht überschreiten .  VII . NACHWEIS UND QUANTITATIVE BESTIMMUNG DER PHENOLSULFONSÄURE  1 . ZWECK UND ANWENDUNGSBEREICH  Die Methode beschreibt die qualitative und quantitative Bestimmung der Phenolsulfonsäure in kosmetischen Erzeugnissen , z . B . in Aerosolen und Gesichtswässern .  2 . DEFINITION  Die nach dieser Vorschrift bestimmte Phenolsulfonsäure wird in Massenprozent als Zinkphenolsulfonsäure  ( wasserfreie Substanz ) ausgedrückt , siehe Punkt 11 .  3 . PRINZIP  Der zu analysierende Teil der Probe wird unter vermindertem Druck eingeengt , in Wasser gelöst und mit Chloroform extrahiert . Die Bestimmung der Phenolsulfonsäure erfolgt bromo-jodometrisch in einem aliquoten Teil der gereinigten und filtrierten wässerigen Lösung .  4 . REAGENZIEN  Alle Reagenzien müssen analysenrein sein .  4.1 . Salzsäure , konz . 36 %ig ( d ( 20,4 ) = 1,18 )  4.2 . Chloroform  4.3 . n-Butanol  4.4 . Eisessig  4.5 . Kaliumjodid  4.6 . Kaliumbromid  4.7 . Natriumcarbonat  4.8 . Sulfanilsäure  4.9 . Natriumnitrit  4.10 . Kaliumbromatlösung : 0,1 N  4.11 . Natriumthiosulfatlösung : 0,1 N  4.12 . Stärkelösung : 1 %ig ( m/v ) in Wasser  4.13 . Natriumcarbonatlösung : 2 %ig ( m/v ) in Wasser  4.14 . Natriumnitritlösung : 4,5 %ig ( m/v ) in Wasser  4.15 . Dithizonlösung : 0,05 %ig ( m/v ) in Chloroform  4.16 . Fließmittel : n-Butanol-Eisessig-Wasser ( 4:1:5 ) , v ) ; nach dem Mischen im Scheidetrichter wird die untere Phase verworfen .  4.17 . Reagenz nach Pauly für die Dünnschichtchromatographie : 4,5 g Sulfanilsäure ( 4.8 ) werden in 45 ml konzentrierter Salzsäure ( 4.1 ) unter Erwärmen gelöst und die Lösung mit Wasser auf 500 ml verdünnt . 10 ml der Lösung werden in Eiswasser gekühlt und unter Rühren 10 ml klare Natriumnitritlösung ( 4.14 ) zugesetzt . Danach lässt man die Lösung ca . 15 Minuten bei 0 * C stehen - die Lösung ist bei dieser Temperatur 1 bis 3 Tage stabil ; kurz vor dem Besprühen ( 7.5 ) werden 20 ml Natriumcarbonatlösung ( 4.13 ) hinzugegeben .  4.18 . Zellulosebeschichtete Fertigplatten für die Dünnschichtchromatographie ; Format 20 mal 20 cm , Dicke der Sorbtionsschicht 0,25 mm .  5 . GERÄTE  5.1 . Rundkolben mit Schliff : 100 ml  5.2 . Scheidetrichter : 100 ml  5.3 . Erlenmeyerkolben mit Schliff : 250 ml  5.4 . Bürette : 25 ml  5.5 . Vollpipetten : 1 , 2 und 10 ml  5.6 . Messpipette : 5 ml  5.7 . Injektionsspritze : 10 ml mit 0,1 Mikroliterskala  5.8 . Thermometer : Skala von 0 bis 100 * C  5.9 . Wasserbad mit Heizung  5.10 . Trockenofen : gut ventiliert und auf 80 * C eingestellt  5.11 . Übliche Ausrüstung für die Dünnschichtchromatographie  6 . PROBENVORBEREITUNG  Für die im folgenden beschriebene qualitative und quantitative Bestimmung der Phenolsulfonsäure in Aerosolen kann der Rückstand des Sprühdoseninhalts verwendet werden , der durch Abdestillation der fluechtigen Lösungs - und Treibmittel unter normalem Druck erhalten wird .  7 . IDENTIFIZIERUNG  7.1 . Auf der Startlinie - 1 cm über der unteren Kante der Dünnschichtplatte ( 4.18 ) - werden auf sechs Punkte mit einer Injektionsspritze ( 5.7 ) jeweils 5 ml des Rückstandes ( 6 ) oder der Probe aufgetragen .  7.2 . Die Platte wird in eine Entwicklungskammer mit dem Fließmittel ( 4.16 ) eingesetzt und so lange entwickelt , bis die Fließmittelfront 15 cm über der Startlinie erreicht hat .  7.3 . Dann wird die Platte aus der Entwicklungskammer genommen , bei 80 * C getrocknet , bis keine Essigsäuredämpfe mehr wahrnehmbar sind , anschließend mit Natriumcarbonatlösung ( 4.13 ) besprüht und an der Luft getrocknet .  7.4 . Die eine Hälfte der Platte wird mit einer Glasplatte abgedeckt und der nicht abgedeckte Teil mit 0,05 %iger Dithizonlösung ( 4.15 ) besprüht . Zink-Ionen werden durch Bildung rotvioletter Flecke angezeigt .  7.5 . Dann wird die bereits besprühte Hälfte mit Pauly-Reagens ( 4.17 ) besprüht . Die p-Phenolsulfonsäure  ( R f-Wert etwa 0,26 ) wird als gelb-brauner , die m-Phenolsulfonsäure ( R f-Wert etwa 0,45 ) als gelber Fleck im Chromatogramm sichtbar .  8 . QUANTITATIVE BESTIMMUNG  8.1 . 10 g der Probe oder des Rückstandes ( 6 ) werden in einen 100-ml-Rundkolben eingewogen und mittels eines Rotationsverdampfers im Vakuum im Wasserbad von 40 * C annähernd zur Trocknung eingeengt .  8.2 . Danach werden 10,0 ml ( V1 ) Wasser in den Kolben einpipettiert und der Abdampfrückstand ( 8.1 ) in der Wärme gelöst .  8.3 . Die Lösung wird in einen Scheidetrichter ( 5.2 ) quantitativ überführt und die wässerige Lösung zweimal mit jeweils 20 ml Chloroform ( 4.2 ) extrahiert ; die Chloroformphase wird nach jeder Extraktion verworfen .  8.4 . Die wässerige Lösung wird durch einen Papierfilter filtriert und je nach dem erwarteten Gehalt an Phenolsulfonsäure 1,0 oder 2,0 ml ( V2 ) des Filtrats in einen 250-ml-Erlenmeyerkolben ( 5.3 ) eingegeben und mit destilliertem Wasser auf 75 ml verdünnt .  8.5 . Anschließend werden 2,5 ml 36 %ige Salzsäure  ( 4.1 ) sowie 2,5 g Kaliumbromid ( 4.6 ) zugefügt , durchgemischt und die Lösung im Wasserbad auf 50 * C erwärmt .  8.6 . Aus einer Bürette wird so viel 0,1 N Kaliumbromatlösung ( 4.10 ) hinzugefügt , bis die Farbe der 50 * C warmen Lösung nach gelb umschlägt .  8.7 . Nach dem Zusatz weiterer 3,0 ml Kaliumbromatlösung  ( 4.10 ) wird der Kolben verschlossen und 10 Minuten in ein Wasserbad ( 50 * C ) eingestellt . Sollte nach 10 Minuten die Gelbfärbung der Lösung verschwunden sein , werden weitere 2,0 ml Kaliumbromatlösung ( 4.10 ) in den Kolben gegeben , dieser erneut mit dem passenden Stopfen verschlossen und weitere 10 Minuten in das Wasserbad eingestellt . Die Gesamtmenge ( a ) der zugegebenen Kaliumbromatlösung ist festzuhalten .  8.8 . Die Lösung wird auf Zimmertemperatur abgekühlt , 2 g Kaliumjodid ( 4.5 ) zugegeben und durchgemischt .  8.9 . Das gebildete Jod wird mit 0,1 N Natriumthiosulfatlösung ( 4.11 ) titriert . Zum Abschluß der Titration werden einige Tropfen Stärkelösung ( 4.12 ) als Indikator zugesetzt . Die verbrauchte Menge Natriumthiosulfat ( b ) ist festzuhalten .  9 . BERECHNUNG  Der Gehalt an Zinkphenolsulfonat der Probe oder des Rückstands ( 6 ) wird in Massenprozent ( % m/m ) mittels folgender ormel berechnet :   % Zinkphenolsulfonat = ( a - b ) mal V1 mal 0,00514 mal 100 / ( m mal V2 ) ;  hierbei ist  a = Gesamtverbrauch in ml an 0,1 N Kaliumbromatlösung  ( 8.7 ) ,  b = Verbrauch an 0,1 N Natriumthiosulfatlösung für die Rücktitration in ml ( 8.9 ) ,  m = Einwaage der Probe ( des Rückstands ) in g ( 8.1 ) ,  V1 = Volumen der nach 8.2 erhaltenen Lösung in ml ,  V2 = Volumen des für die Analyse verwendeten gelösten Abdampfrückstands ( 8.4 ) in ml .  Bemerkung  Bei Aerosolen muß das Messergebnis in % ( m/m ) des Rückstands ( 6 ) auf das ursprüngliche Erzeugnis umgerechnet werden .  10 . WIEDERHOLBARKEIT ( 2 )  Bei einem Gehalt von etwa 5 % Zinkphenolsulfonat darf der Unterschied zwischen den Ergebnissen von 2 Parallelbestimmungen an der gleichen Probe nicht mehr als 0,5 % relativ betragen .  11 . INTERPRETATION DER MESSERGEBNISSE  Nach der Richtlinie für kosmetische Mittel dürfen Gesichtswässer und Deodorantien höchstens 6 % ( m/m ) Zinkphenolsulfonat enthalten . Aufgrund dieser Vorschrift muß neben dem Gehalt an Phenolsulfonsäure auch der Gehalt an Zink bestimmt werden . Multipliziert man den berechneten ( 9 ) Gehalt an Zinkphenolsulfonat mit dem Faktor 0,1588 , dann wird der Zinkgehalt in % ( m/m ) erhalten , der aufgrund des gemessenen Gehalts an Phenolsulfonsäure mindestens in dem Erzeugnis enthalten sein muß . Der tatsächliche , gravimetrisch bestimmte Zinkgehalt - siehe die entsprechende Vorschrift - kann jedoch höher sein , da zur Herstellung kosmetischer Mittel auch Zinkchlorid und/oder Zinksulfat verwendet werden darf .  ( 1 ) ABl . Nr . L 147 vom 9 . 6 . 1975 , S . 40 .  ( 2 ) Siehe Norm ISO/DIS 5725 .


Avis juridique important

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32002L0070

Richtlinie 2002/70/EG der Kommission vom 26. Juli 2002 zur Festlegung von Anforderungen an die Bestimmung der Gehalte an Dioxinen und dioxinähnlichen PCB in Futtermitteln (Text von Bedeutung für den EWR)

Amtsblatt Nr. L 209 vom 06/08/2002 S. 0015 - 0021

Richtlinie 2002/70/EG der Kommissionvom 26. Juli 2002zur Festlegung von Anforderungen an die Bestimmung der Gehalte an Dioxinen und dioxinähnlichen PCB in Futtermitteln(Text von Bedeutung für den EWR)DIE KOMMISSION DER EUROPÄISCHEN GEMEINSCHAFTEN -gestützt auf den Vertrag zur Gründung der Europäischen Gemeinschaft,gestützt auf die Richtlinie 70/373/EWG des Rates vom 20. Juli 1970 über die Einführung gemeinschaftlicher Probenahmeverfahren und Analyseverfahren für die amtliche Untersuchung von Futtermitteln(1), zuletzt geändert durch die Akte über den Beitritt Österreichs, Finnlands und Schwedens, insbesondere auf Artikel 2,in Erwägung nachstehender Gründe:(1) Mit der Richtlinie 1999/29/EG des Rates vom 22. April 1999 über unerwünschte Stoffe und Erzeugnisse in der Tierernährung(2), zuletzt geändert durch die Richtlinie 2001/102/EG(3), wurden Hoechstwerte für Dioxine und Furane in mehreren Futtermittelausgangserzeugnissen und Futtermitteln festgelegt.(2) Es ist notwendig, Anforderungen festzulegen, denen das Analyseverfahren genügen sollte, damit die Laboratorien Analyseverfahren mit vergleichbarem Leistungsniveau anwenden.(3) Die Bestimmungen für Probenahme und Analyseverfahren wurden nach dem heutigen Kenntnisstand festgelegt und können entsprechend dem wissenschaftlich-technischen Fortschritt angepasst werden.(4) Die Bestimmungen dieser Richtlinie betreffen nur die Analyse von Dioxinen und dioxinähnlichen PCB zur Durchführung der Richtlinie 2001/102/EG zur Änderung der Richtlinie 1999/29/EG über unerwünschte Stoffe und Erzeugnisse in der Tierernährung.(5) Es sollte aktiv vorgegangen werden, um umfassende und zuverlässige Daten über das Vorhandensein dioxinähnlicher PCB in Futtermittelausgangserzeugnissen und Futtermitteln zu erhalten. Daher sollten Anforderungen an die Analyseverfahren festgelegt werden, die zur Bestimmung von dioxinähnlichen PCB in Futtermittelausgangserzeugnissen und Futtermitteln verwendet werden sollen.(6) Ein Screening-Verfahren mit nachgewiesener, weitgehend akzeptabler Validierung und mit großem Durchsatz könnte zur Auswahl der Proben mit einem signifikanten Dioxingehalt verwendet werden. Der Dioxingehalt dieser Proben muss dann durch ein Bestätigungsverfahren ermittelt werden. Daher ist es angezeigt, Anforderungen an die Bestätigungsverfahren und an das Screening-Verfahren festzulegen.(7) Die in dieser Richtlinie vorgesehenen Maßnahmen stimmen mit der Stellungnahme des Ständigen Ausschusses für die Lebensmittelkette und Tiergesundheit überein -HAT FOLGENDE RICHTLINIE ERLASSEN:Artikel 1Die Mitgliedstaaten stellen sicher, dass die Probenahme für die amtliche Kontrolle der Dioxin- und Furangehalte und die Bestimmung des Gehalts an dioxinähnlichen PCB in Futtermitteln entsprechend den in Anhang I aufgeführten Verfahren durchgeführt werden.Artikel 2Die Mitgliedstaaten stellen sicher, dass die Probenvorbereitung und die Untersuchungsverfahren, die zur amtlichen Kontrolle der Dioxin- und Furangehalte sowie zur Bestimmung des Gehalts an dioxinähnlichen PCB in Futtermitteln verwendet werden, die in Anhang II beschriebenen Kriterien erfuellen.Artikel 3Die Mitgliedstaaten setzen die erforderlichen Rechts- und Verwaltungsvorschriften in Kraft, um dieser Richtlinie bis spätestens 28. Februar 2003 nachzukommen. Sie setzen die Kommission umgehend davon in Kenntnis.Wenn die Mitgliedstaaten derartige Vorschriften erlassen, nehmen sie in den Vorschriften selbst oder durch einen Hinweis bei der amtlichen Veröffentlichung auf die vorliegende Richtlinie Bezug. Die Mitgliedstaaten regeln die Einzelheiten dieser Bezugnahme.Artikel 4Diese Richtlinie tritt am zwanzigsten Tag nach ihrer Veröffentlichung im Amtsblatt der Europäischen Gemeinschaften in Kraft.Artikel 5Diese Richtlinie ist an alle Mitgliedstaaten gerichtet.Brüssel, den 26. Juli 2002Für die KommissionDavid ByrneMitglied der Kommission(1) ABl. L 170 vom 3.8.1970, S. 2.(2) ABl. L 115 vom 4.5.1999, S. 32.(3) ABl. L 6 vom 10.1.2002, S. 45.ANHANG IPROBENAHMEVERFAHREN FÜR DIE AMTLICHE KONTROLLE DER DIOXINGEHALTE (PCDD/PCDF) SOWIE ZUR ERMITTLUNG DIOXINÄHNLICHER PCB IN BESTIMMTEN FUTTERMITTELN1. Zweck und AnwendungsbereichDie zur amtlichen Kontrolle der Dioxingehalte (PCDD/PCDF) sowie zur Bestimmung der Gehalte an dioxinähnlichen PCB(1) in Futtermitteln bestimmten Proben sind entsprechend den Bestimmungen der Richtlinie 76/371/EWG der Kommission vom 1. März 1976 zur Festlegung gemeinschaftlicher Probenahmeverfahren für die amtliche Untersuchung von Futtermitteln(2) zu nehmen. Die mit diesem Verfahren gewonnenen Sammelproben sind als repräsentativ für die betreffenden Partien oder Teilpartien anzusehen. Anhand der bei den Laborproben bestimmten Gehalte wird festgestellt, ob die in der Richtlinie 1999/29/EG festgesetzten Grenzwerte eingehalten wurden.2. Übereinstimmung der Partie bzw. Teilpartie mit den HoechstgehaltenDas Kontrolllabor unterzieht die für die amtliche Untersuchung entnommene Laborprobe einer zweiten Untersuchung, sofern das Ergebnis der ersten weniger als 20 % unter dem Hoechstwert oder darüber liegt, und berechnet den Mittelwert der Ergebnisse. Die Partie wird akzeptiert, sofern das Ergebnis der ersten Untersuchung mehr als 20 % unter dem Hoechstwert liegt oder, falls eine zweite Untersuchung erforderlich ist, sofern der Mittelwert dem entsprechenden in der Richtlinie 1999/29/EG festgelegten Hoechstwert entspricht.(1) Tabelle 1. TEF der WHO zur Risikobewertung beim Menschen, auf der Grundlage der Schlussfolgerungen der Sitzung der Weltgesundheitsorganisation in Stockholm, 15.-18. Juni 1997 (Van den Berg et al., 1998) Toxid Equivalency Factors TEFs for PCBs, PCDDs, PCDFs for Humans and for Wildlife. Environmental Health Perspectives, 106(12), 775).>PLATZ FÜR EINE TABELLE>Abkürzungen: "T" = tetra, "Pe" = penta; "Hx" = hexa; "Hp" = hepta; "O" = octa; "CDD" = Chlordibenzodioxin; "CDF" = Chlorbibenzofuran; "CB" = Chlorbiphenyl.(2) ABl. L 102 vom 15.4.1976, S. 1.ANHANG IIPROBENVORBEREITUNG UND ANFORDERUNGEN AN UNTERSUCHUNGSVERFAHREN ZUR AMTLICHEN KONTROLLE DES GEHALTS AN DIOXINEN (PCDD/PCDF) UND ZUR BESTIMMUNG VON DIOXINÄHNLICHEN PCB IN BESTIMMTEN FUTTERMITTELN1. Zweck und AnwendungsbereichDiese Anforderungen sollten gestellt werden, wenn Futtermittelausgangserzeugnisse und Futtermittel zur Bestimmung des Gehalts an Dioxinen (polychlorierte Dibenzo-p-dioxine (PCDD) und polychlorierten Dibenzofuranen (PCDF)) sowie dioxinähnlichen polychlorierten Biphenylen (PCB) untersucht werden.Bei der Überwachung auf das Vorhandensein von Dioxinen in Futtermitteln kann ein Screening-Verfahren angewandt werden, mit dessen Hilfe diejenigen Proben ausgewählt werden, deren Gehalt an Dioxinen und dioxinähnlichen PCB weniger als 30-40 % unterhalb des interessierenden Wertes oder darüber liegt. Die Dioxinkonzentration in diesen Proben mit signifikantem Gehalt muss dann durch ein Bestätigungsverfahren ermittelt/bestätigt werden.Screening-Verfahren sind Verfahren, die zum Nachweis des Vorhandenseins von Dioxinen und dioxinähnlichen PCB in der interessierenden Konzentration verwendet werden. Diese Verfahren ermöglichen einen hohen Probendurchsatz und werden eingesetzt, um eine große Anzahl von Proben auf mögliche positive Ergebnisse zu sichten. Sie sind speziell dafür ausgelegt, falsch negative Ergebnisse zu vermeiden.Bestätigungsverfahren sind Verfahren, die vollständige oder ergänzende Daten liefern, damit Dioxine und dioxinähnliche PCB in der interessierenden Konzentration eindeutig identifiziert werden können.2. HintergrundDa Umweltproben und biologische Proben (einschließlich Proben von Lebensmitteln) im Allgemeinen komplexe Mischungen verschiedener Dioxin-Congenere enthalten, wurde zur Erleichterung der Risikobewertung das Konzept der Toxizitätsäquivalenzfaktoren (TEF) entwickelt. Durch diese TEF werden Konzentrationen aus Gemischen aus 2,3,7,8-substituierten PCDD und PCDF ausgedrückt, und in jüngerer Zeit einige non-ortho- und mono-orthochlorsubstituierte PCB mit dioxinähnlicher Aktivität in Toxizitätsäquivalenten (TEQ) von 2,3,7,8-TCDD (siehe Fußnote 1 des Anhangs I).Die Konzentrationen der einzelnen Substanzen in einer bestimmten Probe werden mit ihren jeweiligen TEF multipliziert und addiert, woraus sich anschließend die Gesamtkonzentration an dioxinähnlichen Verbindungen, ausgedrückt in TEQ, ergibt.Das Konzept der "Obergrenze" setzt voraus, dass der Beitrag jedes nicht quantifizierten Congeners zum TEQ mit der Bestimmungsgrenze gleichgesetzt wird.Das Konzept der "Untergrenze" setzt voraus, dass der Beitrag jedes nicht quantifizierten Congeners zum TEQ mit Null veranschlagt wird.Das Konzept des "Zwischenwerts" setzt voraus, dass der Beitrag jedes nicht quantifizierten Congeners zum TEQ mit der Hälfte der Bestimmungsgrenze gleichgesetzt wird.3. Anforderungen an die Qualitätssicherung bei der ProbenvorbereitungEs gelten die allgemeinen Bestimmungen über die Vorbereitung der Proben zur Analyse gemäß dem Anhang zur Richtlinie 81/680/EWG der Kommission vom 30. Juli 1981 zur Änderung der Richtlinien 71/250/EWG, 71/393/EWG, 72/199/EWG, 73/46/EWG, 74/203/EWG, 75/84/EWG, 76/372/EWG und 78/633/EWG zur Festlegung gemeinschaftlicher Analysemethoden für die amtliche Untersuchung von Futtermitteln(1).Darüber hinaus müssen folgende Anforderungen erfuellt sein:- Die Proben sind in Glas-, Aluminium-, Polypropylen- oder Polyethylen-Behältern zu lagern und zu transportieren. Spuren von Papierstaub sind vom Probenbehälter zu entfernen. Die Gläser sind mit Lösungsmitteln auszuspülen, die zuvor auf Vorhandensein von Dioxinen überprüft wurden.- Es ist eine Blinduntersuchung durchzuführen, indem das gesamte Untersuchungsverfahren durchgeführt und nur die Probe dabei weggelassen wird.- Das Gewicht der für die Extraktion verwendeten Probe muss ausreichend groß sein, dass die Anforderungen an die Messempfindlichkeit erfuellt werden.4. Anforderungen an Laboratorien- Die Laboratorien führen den Nachweis der Leistungsfähigkeit eines Verfahrens im Bereich der interessierenden Konzentration, z. B. 0,5 x, 1 x und 2 x die interessierende Konzentration mit einem akzeptablen Abweichungskoeffizienten für wiederholte Untersuchung. Näheres zu den Akzeptanzkriterien siehe Ziffer 5.- Die Bestimmungsgrenze sollte beim Bestätigungsverfahren im Bereich von etwa einem Fünftel der interessierenden Konzentration liegen, damit sichergestellt ist, dass im Bereich der interessierenden Konzentration akzeptable Abweichungskoeffizienten eingehalten werden.- Als interne Qualitätssicherungsmaßnahmen sollten ständige Blindkontrollen und Experimente mit aufgestockten Proben oder Untersuchungen von Kontrollproben (sofern erhältlich, vorzugsweise zertifiziertes Referenzmaterial) durchgeführt werden.- Die erfolgreiche Teilnahme an Interlaborstudien zur Bewertung der Leistung von Laboratorien ist der beste Weg, bei spezifischen Untersuchungen Kompetenz nachzuweisen. Eine erfolgreiche Teilnahme an Interlaborstudien, z. B. über Boden- oder Abwasserproben, belegt jedoch nicht zwangsläufig auch eine Kompetenz im Bereich Lebensmittel- oder Futtermittelproben, die eine geringere Kontamination aufweisen. Daher ist die ständige Teilnahme an Interlaborstudien zur Ermittlung des Gehalts an Dioxin und dioxinähnlichen PCB in den entsprechenden Futtermittel-/Lebensmittelmatrizen obligatorisch.- Gemäß den Bestimmungen der Richtlinie 93/99/EWG des Rates sollten die Laboratorien von einer anerkannten Stelle akkreditiert sein, die nach ISO Guide 58 arbeitet, damit sichergestellt ist, dass sie bei der Untersuchung Qualitätssicherungsverfahren anwenden. Die Laboratorien sollten gemäß der Norm ISO/IEC/17025/1999 akkreditiert sein.5. Anforderungen an Verfahren zur Untersuchung auf Dioxine und dioxinähnliche PCBGrundsätzliche Anforderungen zur Annahme von Untersuchungsverfahren:- Große Messempfindlichkeit und niedrige Nachweisgrenze. Bei PCDD und PCDF müssen die nachweisbaren Mengen wegen der extrem hohen Toxizität einiger dieser Verbindungen im Bereich Pikogramm TEQ (10- 12 g) liegen. Der Gehalt an PCB ist bekanntlich höher als derjenige an PCDD und PCDF. Bei den meisten PCB-Congeneren ist eine Messempfindlichkeit im Bereich Nanogramm (10- 9 g) bereits ausreichend. Zur Messung der toxischeren dioxinähnlichen PCB-Congenere (insbesondere der non-orthosubstituierten Congenere) muss jedoch die gleiche Messempfindlichkeit erreicht werden wie für die PCDD und PCDF.- Hohe Selektivität/Spezifizität. PCDD, PCDF und dioxinähnliche PCB müssen von einer Vielzahl anderer, gemeinsam extrahierter und möglicherweise interferierender Verbindungen unterschieden werden, die in Konzentrationen von bis zu mehreren Größenordnungen höher als diejenigen der zu prüfenden Analyten vorhanden sind. Bei Gaschromatografie/Massenspektrometrie-(GC/MS-)Verfahren ist eine Unterscheidung zwischen verschiedenen Congeneren erforderlich, wie z. B. zwischen toxischen (z. B. die siebzehn 2,3,7,8-substituierten PCDD und PCDF sowie dioxinähnliche PCB) und anderen Congeneren. Bioassays sollten eine selektive Bestimmung der TEQ-Werte als Summe aus PCDD, PCDF und dioxinähnlichen PCB ermöglichen.- Hohe Genauigkeit (Richtigkeit und Präzision). Die Bestimmung sollte eine valide und zuverlässige Schätzung der tatsächlichen Konzentration in einer Probe erbringen. Hohe Genauigkeit (Messgenauigkeit: der Grad der Übereinstimmung zwischen dem Ergebnis einer Messung und dem echten oder zugeordneten Wert der Messgrenze) ist notwendig, damit die Zurückweisung des Ergebnisses einer Probenuntersuchung aufgrund der geringen Zuverlässigkeit der TEQ-Schätzung vermieden wird. Genauigkeit wird ausgedrückt als Richtigkeit (Differenz zwischen dem gemessenen Mittelwert eines Analyten in einem zertifizierten Material und seinem zertifizierten Wert, ausgedrückt als Prozentsatz dieses Wertes) und Präzision (Präzision wird gewöhnlich errechnet als Standardabweichung einschließlich Wiederholbarkeit und Reproduzierbarkeit, sie gibt den Grad der Übereinstimmung zwischen den Ergebnissen, die durch die wiederholte Durchführung des Testverfahrens unter vorgeschriebenen Bedingungen erzielt werden.Screening-Verfahren können Bioassays und GC/MS-Verfahren umfassen; Bestätigungsverfahren sind hochauflösende Gaschromatografie-/hochauflösende Massenspektrometrie-Verfahren (HRGC/HRMS). Die folgenden Kriterien müssen vom Gesamt-TEQ-Wert erfuellt werden:>PLATZ FÜR EINE TABELLE>6. Spezielle Anforderungen an GC-MS-Verfahren, wenn sie zu Screening- oder Bestätigungszwecken eingesetzt werden- Die Addition von 13C-markierten 2,3,7,8-chlorsubstituierten internen PCDD/F-Standards (und 13C-markierten internen dioxinähnlichen PCB-Standards, sofern dioxinähnliche PCB zu bestimmen sind) ist gleich zu Beginn des Analyseverfahrens - d. h. vor der Extraktion - durchzuführen, damit das Analyseverfahren validiert werden kann. Bei jeder der tetra- bis octa-chlorierten homologen Gruppen von PCDD/F (und bei jeder der homologen Gruppen von dioxinähnlichen PCB, sofern dioxinähnliche PCB zu bestimmen sind) muss mindestens ein Congener addiert werden (alternativ dazu mindestens ein Congener je massenspektrometrisch ausgewählter Ionenaufzeichnungsfunktion zur Überwachung von PCDD/F und dioxinähnlichen PCB). Im Fall der Bestätigungsverfahren ist die Verwendung aller 17 13C-markierten 2,3,7,8-substituierten internen PCDD/F-Standards und aller 12 13C-markierten internen dioxinähnlichen PCB-Standards eindeutig vorzuziehen (sofern dioxinähnliche PCB zu bestimmen sind).Die relativen Responsefaktoren sollten mittels geeigneter Kalibrierlösungen auch für diejenigen Congenere bestimmt werden, bei denen kein 13C-markiertes Analogon addiert ist.- Bei Futtermitteln pflanzlichen Ursprungs und Futtermittel tierischen Ursprungs, die weniger als 10 % Fett enthalten, ist die Addition der internen Standards vor der Extraktion obligatorisch. Bei Futtermitteln tierischen Ursprungs, die mehr als 10 % Fett enthalten, können die internen Standards entweder vor der Extraktion oder nach der Fettextraktion addiert werden. Die Extraktionseffizienz sollte auf geeignete Weise validiert werden, je nachdem, auf welcher Stufe interne Standards eingeführt und ob die Ergebnisse auf Produkt- oder Fettbasis angegeben werden.- Vor der GC/MS-Analyse ist/sind 1 oder zwei Wiederfindungs-(Surrogat-)Standard(s) zu addieren.- Es ist eine Wiederfindungskontrolle erforderlich. Bei Bestätigungsverfahren sollten die Wiederfindungen der einzelnen internen Standards im Bereich von 60 bis 120 % liegen. Geringere oder höhere Wiederfindungen für einzelne Congenere, insbesondere einiger hepta- und octachlorierte Dibenzodioxine und Dibenzofurane, können unter der Bedingung akzeptiert werden, dass ihr Beitrag zum TEQ-Wert 10 % des gesamten TEQ-Wertes (nur für PCDD/F) nicht übersteigt. Bei Screening-Verfahren sollten die Wiederfindungen im Bereich von 30 bis 140 % liegen.- Die Dioxine sollten von interferierenden chlorierten Verbindungen, wie z. B. PCB und chlorierten Diphenylethern, mittels geeigneter chromatografischer Verfahren getrennt werden (vorzugsweise mit Florisil-, Aluminiumoxid- und/oder Kohlenstoffsäule).- Die gaschromatografische Trennung von Isomeren sollte ausreichen (<  25 % von Peak zu Peak zwischen 1,2,3,4,7,8-HxCDF und 1,2,3,6,7,8-HxCDF).- Die Bestimmung sollte nach der EPA-Methode 1613 Revision B erfolgen: "Tetra- through octa-chlorinated dioxins and furans by isotope dilution HRGC/HRMS", oder einer anderen Methode mit gleichwertigen Leistungskriterien.- Bei Futtermitteln, deren Dioxinkontamination im Bereich des Hoechstwerts oder darüber liegt, sollte die Differenz zwischen oberer und unterer Bestimmungsgrenze nicht mehr als 20 % betragen. Bei Futtermitteln mit einer wesentlich unterhalb der Hoechstgrenze liegenden Kontamination kann die Differenz im Bereich von 25 bis 40 % liegen.7. Screening-Verfahren7.1. EinführungEin Screening-Verfahren kann zu unterschiedlichen analytischen Zwecken eingesetzt werden: zum reinen Screening und zur quantitativen Untersuchung.ScreeningDie Response der Proben wird mit derjenigen einer Referenzprobe mit der interessierenden Konzentration verglichen. Proben mit einer niedrigeren Response als die Referenzprobe werden als negativ erklärt, diejenigen mit einer höheren Response als positiv vermutet. Anforderungen:- Bei jeder Testreihe ist eine Blind- und eine Referenzprobe einzubeziehen, die zur gleichen Zeit und zu den gleichen Bedingungen extrahiert und untersucht werden. Die Referenzprobe muss im Vergleich zu einer Blindprobe eine deutlich erhöhte Response aufweisen.- Zusätzliche Referenzproben, deren Konzentration das 0,5- und 2-fache der interessierenden Konzentration beträgt, sollten einbezogen werden, damit die ordnungsgemäße Durchführung des Tests in dem für die Kontrolle der interessierenden Konzentration relevanten Bereich nachgewiesen werden kann.- Bei der Untersuchung anderer Matrizen ist die Eignung der Referenzproben nachzuweisen, vorzugsweise durch die Aufnahme von Proben, bei denen sich durch HRGC/HRMS ein TEQ-Gehalt vergleichbar mit dem der Referenzprobe ergeben hat, oder andernfalls von einer Blindprobe, die bis zu dieser Höhe aufgestockt wurde.- Da in Bioassays keine internen Standards verwendet werden können, sind Wiederholbarkeitstests zur Erlangung von Informationen über die Standardabweichung innerhalb einer Testreihe sehr wichtig. Der Abweichungskoeffizient sollte unter 30 % liegen.- Bei Bioassays sollten Zielverbindungen, mögliche Interferenzen und die zulässigen Hoechstwerte definiert werden.Quantitative UntersuchungZur quantitativen Untersuchung sind Standardverdünnungsreihen, doppelte oder dreifache Clean-ups und Messungen sowie Blind- und Wiederfindungskontrollen erforderlich. Das Ergebnis kann in TEQ ausgedrückt werden, wobei davon ausgegangen wird, dass die für das Signal verantwortlichen Verbindungen dem TEQ-Prinzip entsprechen. Dies kann durch die Verwendung von TCDD (oder eine Dioxin-/Furanstandardmischung) durchgeführt werden, was eine Kalibrierungskurve ergibt, mit der der TEQ-Wert im Extrakt und somit in der Probe errechnet werden kann. Diese wird anschließend um den für eine Blindprobe (zur Berücksichtigung von Verunreinigungen durch Lösungsmittel und Chemikalien) errechneten TEQ-Wert und eine Wiederfindung (errechnet aus dem TEQ-Wert in einer Qualitätskontrollprobe mit etwa der interessierenden Konzentration) korrigiert. Es sei hier darauf aufmerksam gemacht, dass der offensichtliche Wiederfindungsverlust teilweise auf Matrixeffekte und/oder auf die Unterschiede zwischen den TEF-Werten in den Bioassays und den amtlichen TEF-Werten der WHO zurückzuführen sein kann.7.2. Anforderungen an zum Screening verwendete Untersuchungsverfahren- Zum Screening könnten GC/MS-Verfahren und Bioassays verwendet werden. Bei GC/MS-Verfahren sind die unter Ziffer 6 festgelegten Anforderungen heranzuziehen. Für zellbasierte Bioassays sind spezielle Anforderungen unter Ziffer 7.3 und für Kit-basierte Bioassays unter Punkt 7.4 festgelegt.- Es sind Informationen über die Anzahl falsch positiver und falsch negativer Ergebnisse eines großen Probensatzes unterhalb und oberhalb der Hoechstwerte oder der Auslösewerte erforderlich, im Vergleich zum TEQ-Gehalt, der durch ein Bestätigungsverfahren bestimmt wurde. Der tatsächliche Anteil der falsch negativen Ergebnisse sollte unter 1 % betragen. Der Anteil der falsch positiven Proben sollte so gering sein, dass ein Screening von Vorteil ist.- Positive Ergebnisse sind immer durch ein Bestätigungsverfahren zu bestätigen. Außerdem sollten die Proben aus einem großen TEQ-Bereich durch HRGC/HRMS (ca. 2-10 % der negativen Proben) bestätigt werden. Informationen über Übereinstimmungen von Bioassays mit HRGC/HRMS-Ergebnissen sollten zur Verfügung gestellt werden.7.3. Spezielle Anforderungen an zellbasierte Bioassays- Für jeden Testlauf in einem Bioassay ist eine Referenzkonzentrationsreihe von TCDD oder einem Dioxin-Furan-Gemisch (vollständige Dosis-Response-Kurve mit R2  > 0,95) erforderlich. Zu Screening-Zwecken könnte eine erweiterte Kurve im Niedrigkonzentrationsbereich zur Untersuchung von Proben im Niedriggehaltbereich verwendet werden.- Für das Ergebnis des Bioassays über einen konstanten Zeitraum hinweg sollte eine TCDD-Referenzkonzentration (etwa 3 x die Bestimmungsgrenze) auf einem Qualitätskontrollblatt verwendet werden. Eine Alternative dazu wäre die relative Response einer Referenzprobe im Vergleich zur TCDD-Kalibrierungslinie, da die Response der Zellen von vielen Faktoren abhängen kann.- Für jeden Typ Referenzmaterial sollten Qualitätskontroll-Charts aufgezeichnet und geprüft werden, damit sichergestellt ist, dass das Ergebnis mit den Leitlinien übereinstimmt.- Insbesondere bei quantitativen Berechnungen muss die Induktion der Probenverdünnung innerhalb des linearen Teils der Response-Kurve liegen. Über dem linearen Teil der Response-Kurve liegende Proben sind zu verdünnen und neu zu testen. Daher wird empfohlen, immer mindestens drei oder mehr Lösungen zur gleichen Zeit zu testen.- Die Standardabweichung sollte bei einer dreifachen Bestimmung einer Probenlösung nicht mehr als 15 % betragen und zwischen drei unabhängigen Versuchen nicht mehr als 30 %.- Die Nachweisgrenze kann auf das 3-fache der Standardabweichung der Blindlösung oder der Hintergrund-Response festgelegt werden. Eine andere Möglichkeit wäre, eine über dem Hintergrund liegende Response (Induktionsfaktor 5 x der Blindwert des Lösungsmittels) anzuwenden, die anhand der Kalibrierungskurve des Tages berechnet wird. Die Bestimmungsgrenze kann auf das 5- bis 6-fache der Standardabweichung der Blindlösung oder der Hintergrund-Response festgelegt werden, oder es kann eine deutlich über dem Hintergrund liegende Response angewandt werden (Induktionsfaktor 10 x der Blindwert des Lösungsmittels), die anhand der Kalibrierungskurve des Tages berechnet wird.7.4. Spezielle Anforderungen an Kit-basierte Bioassays(2)- Bei der Vorbereitung und Untersuchung der Proben sind die Anweisungen des Herstellers zu beachten.- Testkits, deren Haltbarkeitsdatum abgelaufen ist, sollten nicht mehr verwendet werden.- Es sollten keine Materialien oder Bestandteile verwendet werden, die zur Verwendung mit anderen Kits bestimmt sind.- Die Testkits sollten bei den angegebenen Lagertemperaturen aufbewahrt und bei den angegebenen Betriebstemperaturen verwendet werden.- Die Nachweisgrenze für Immunoassays wird bestimmt als Summe aus dem Mittelwert und der 3-fachen Standardabweichung von 10 Untersuchungen des Blindwerts, dividiert durch den Richtungskoeffizienten der linearen Regressionsgleichung.- Für die Labortests sollten Referenzstandards verwendet werden, damit sichergestellt ist, dass die Response des Standards im Test innerhalb eines akzeptablen Bereichs liegt.8. Bericht über die ErgebnisseSofern das Untersuchungsverfahren dies zulässt, sollten die Untersuchungsergebnisse die Werte der einzelnen PCDD/F- und PCB-Congenere enthalten und als Obergrenze und Untergrenze vorgelegt werden, damit möglichst viele Informationen in den Untersuchungsberichten enthalten sind und die Ergebnisse somit entsprechend den speziellen Anforderungen interpretiert werden können.In dem Bericht sollte auch der Lipidgehalt der Probe sowie das zur Lipidextraktion verwendete Verfahren genannt werden.Die Wiederfindungen der einzelnen internen Standards sind zur Verfügung zu stellen, sofern die Wiederfindungen außerhalb des in Nummer 6 genannten Bereichs liegen, sofern der Hoechstwert überschritten wird und andernfalls auf Anforderung.(1) ABl. L 246 vom 29.8.1981, S. 32.(2) Bislang wurde nicht nachgewiesen, dass im Handel erhältliche Kit-basierte Bioassays für das Screening von Lebensmittel- und Futtermittelproben auf das Vorhandensein von Dioxinen im fraglichen Bereich ausreichend empfindlich und zuverlässig sind.