この分化転換の方法としては、従来の細胞の分化転換に用いられるいずれの方法でも用いることができるが、特に、前記PA株を血清添加培地に浮遊させ、これを、コラーゲンタイプ1またはタイプ3を塗布した組織培養皿あるいはフラスコに播種し、5%炭酸ガス、95%空気の気相に調節した炭酸ガス培養装置内で培養し、コンフルエントに到達したら、培地を分化誘導培地に交換し、10~20日間培養を行うとよい。して用いられるいずれの培地を用いてもよいが、例えば骨芽細胞ではデキサメタゾンあるいは活性ビタミンD3、アスコルビン酸、β-グリセロリン酸及び血清を添加したダルベッコー変法イーグル培地を用い、10~20日間培養を行うとよい。筋芽細胞では、ハイドロコルチゾン及び血清を添加したダルベッコー変法イーグル培地を用い、10~18日間培養を行うとよく、軟骨細胞では、インスリン、アスコルビン酸、トランスフォーミング増殖因子β3及び血清を添加したダルベッコー変法イーグル培地を用い、2週間培養を行うとよい。acid))及び血清を添加したダルベッコー変法イーグル培地を用い、10~18日間培養を行うとよく、神経細胞では、β-メルカプトエタノール、血清を添加したダルベッコー変法イーグル培地で12時間培養した後、β-メルカプトエタノールを添加したダルベッコー変法イーグル培地で5時間培養を行うとよい。このようにして培養した細胞から分化転換された骨芽細胞の同定は、アルカリホスファターゼ染色および比活性値の測定、オステオカルシン抗体による免疫染色、フォンコッサ染色法および石灰化した細胞外マトリックスの形成を指標として行うとよい。この培地から骨芽細胞の分離は、まず培地から細胞を遊離させ、細胞を培養液のなかに懸濁させ、遠心分離することによって上層に脂肪滴を蓄積した脂肪細胞が、下層(沈澱画分)に骨芽細胞が分離されるので、この下層の骨芽細胞を採取することによって行われる。筋芽細胞の同定には、筋決定因子であるMyf5、MyoDおよびミオゲニン抗体による免疫染色法を指標として行うとよく、軟骨細胞の同定には、アルシアンブルー染色、ドルイジンブルー染色およびコラーゲンタイプIIによる免疫染色を指標として行うとよい。上皮細胞の同定にはE-カドヘリン、ビンキュリン、ケラチン及びZO-1抗体による免疫染色を指標として行うとよく、神経細胞の同定には、ネスチン、ニューロン特異的エノラーゼ、βチューブリン、MAP2及びニューロフィラメント抗体による免疫染色を指標として行うとよい。【実施例】次に本発明を具体化した実施例を示すが、本発明は、いかなる場合でもこのような実施例に限定して解釈されるものではない。ブタおよびマウスの皮下脂肪組織中の成熟脂肪細胞を用いて、(特開2000-83656号公報に記載した方法で成熟脂肪細胞由来のPA株を作出した。ブタのPA株は以下の工程より得られた。6ヶ月齢の雄豚より採取した皮下脂肪組織4gを1%コラゲナーゼ(TypeII;SIGMA)添加のHepes含有ダルベッコ変法イーグル培地(Hepes-DMEM;日水製薬)に入れ、コラゲナーゼ処理を行った後、ナイロンメッシュにて濾過し、細胞懸濁液を得た。得られた細胞懸濁液を3分間、106Gで遠心分離し、上層に分離される単胞性脂肪画分を新鮮な3%FCS添加Hepes-DMEM培地に加え、3分間、106Gの遠心分離を3回繰り返すことで、単胞性脂肪細胞を得た。NaHCO3および0.08mg/mlカナマイシン-硫酸塩を添加したDMEM培地でフラスコ内を完全に満たし、37°C、5%CO2,95%空気の気相に調節した炭酸ガス培養装置内にフラスコ底面が上となるように静置して6日間培養した。培養4日後には大部分の細胞がフラスコ天井面にしっかりと接着し、大型の脂肪滴の周辺に種々の大きさの脂肪滴を有する多胞性脂肪細胞へと形態変化した。培養6日後には脂肪滴がさらに小さくなり、脂肪滴をまったく持たない繊維芽細胞様(FA)の形態に変化する細胞が多数観察された。培養6日後にフラスコ内の培地を20%FCS添加DMEM培地に交換し、細胞接着面が底面になるようにして炭酸ガス培養装置内で16日間培養を続けた。培地交換は4日毎に行った。脂肪滴を持たないFAは活発に増殖し、培養14日後にはフラスコ内の細胞はFAのみとなり、コンフルエントに達した。PAとして作出された(図1A)。以下、実施例中のPAは同様に作出されたものを用いた。作出されたPAを1×104cells/mlとなるように20%血清添加したDMEM培地に再浮遊させた。その後、コラーゲンタイプ1を塗布した組織培養用の培養皿(Falcon,3001)中に播種し、37°C、5%CO2、95%空気の気相に調節した炭酸ガス培養装置内に静置して培養した。培地の交換は4日ごとに行った。培養8日後、コンフルエントに到達したPAの培地を0.1μMデキサメタゾンおよび10%血清添加したDMEM培地(分化誘導培地)に交換し、10日間培養した。マウスのPA株は以下の工程より得られた。グリーンフローラセントタンパク質(GFP)遺伝子を導入したトランスジェニックマウスの6週齢の雄マウスより採取した皮下脂肪組織2gを得て、上記と同様の方法で細胞懸濁液を得た。得られた細胞懸濁液より上記と同様の方法で、単胞性脂肪細胞を得て、上記と同様に培養することで、脂肪滴をまったく持たない繊維芽細胞様(FA)の形態に変化する細胞が多数観察された段階で、細胞接着面が底面になるようにして上記と同様に培養を継続することで、脂肪滴を持たず、活発に増殖するFAを得た。PA株(GFP-PA)として作出された(図1B)。以下、実施例中のPAは同様に作出されたものを用いた。作出されたPAは上記と同様の方法で培養し、培養8日後、コンフルエントに到達したPAの培地を0.1μMデキサメタゾンおよび10%血清添加したDMEM培地(分化誘導培地)に交換し、10日間培養した。増殖期における種々の転写因子群の発現状況を調べPPARγ、Cbfa1およびMyf5の発現を図2に示した。前記(1)の方法により作出されたブタの成熟脂肪細胞由来のPAとマウスの成熟脂肪細胞由来のPAがそれぞれ骨芽細胞に分化されていることを次の方法で同定した。骨芽細胞の同定は、アルカリホスファターゼ染色および比活性値の測定、オステオカルシン抗体による免疫染色、フォンコッサ染色法および石灰化した細胞外マトリックスの形成を指標として行った。ブタの成熟脂肪細胞由来のPAは分化誘導8日後に、マウスの成熟脂肪細胞由来のPAは分化誘導7日後に、それぞれ以下に示す方法で細胞を固定したのち、アルカリホスファターゼ(AP)およびオイルレッド(OR)Oで二重染色した。培養皿中の分化誘導培地に1mlの4%ホルマリン液を添加し、室温で20分間静置して前固定を行なった。前固定液を除去したのち、新たに2mlの4%ホルマリン液を加え、室温で1時間静置した。固定液を除去したのち、2mlの蒸留水で3回洗浄した。n-nジメチルホルムアミド(和光純薬)を混合した。MgCl2を加えた混合液を濾過し、AP染色液を準備した。準備したAP染色液を2mlを加え、37°Cの恒温槽内に1時間静置した。AP染色液を除去したのち、2mlの蒸留水で3回洗浄した。引き続き、0.5gのオイルレッドO(SIGMA)添加した100mlのイソプロピルアルコールと蒸留水を3:2の比率で混合したのち濾過した。2mlのORO染色液を加え、室温で20分間静置した。ブタの成熟脂肪細胞由来のPAは分化誘導16日後に、マウスの成熟脂肪細胞由来のPAは分化誘導12日後に、それぞれ上記と同様の固定方法を用いて細胞を固定したのち、リン酸緩衝液(PBS)で洗浄した。2%過酸化水素水PBSで3回洗浄して内因性パーオキシダーゼ活性を阻害した。内因性アビジン-ビオチンを阻害しのち、正常血清添加PBSで20分間ブロッキングしたのち、オステオカルシン抗体(400倍希釈)を4°C、20時間反応させた。PBSで2回洗浄後、希釈ビオチン化2次抗体で30分間反応させたのち、PBSで2回洗浄した。ABC試薬で60分間反応させた。反応後、Tris-HClで洗浄したのち、10分間DAB染色した。蒸留水で3回洗浄したのち、観察に供試した。ブタの成熟脂肪細胞由来のPA及びマウスの成熟脂肪細胞由来のPAは分化誘導16日後に、それぞれ上記と同様の固定方法を用いて細胞を固定したのち、リン酸緩衝液(PBS)で3回洗浄した。5%硝酸銀PBSで紫外線照射しながら60分間浸漬した。蒸留水で注意深く3回洗浄したのち、5%チオ硫酸ナトリウム溶液に3分間浸漬した。蒸留水で2回洗浄後、観察に供試した。このようにして取得されたブタの成熟脂肪細胞由来のPAより分化誘導された骨芽細胞の顕微鏡写真を図3~6に示した。マウスの成熟脂肪細胞由来のPAより分化誘導された骨芽細胞の顕微鏡写真を図7に示した。これらの図に見られるようにブタ及びマウスの成熟脂肪細胞に由来するPAの分化転換誘導により骨芽細胞が取得されることが確認された。細胞をカルシウムおよびマグネシウムを含まないPBSで3回洗浄したのち、0.1%トリプシンおよび0.01%EDTA添加PBSで3分間処理した。細胞が完全に遊離したのを確認したのち、20%ウシFCS添加DMEM培地を加えて細胞を浮遊させた。細胞を遠沈管に移したのち800Gで遠心分離し、上層に脂肪滴を蓄積した脂肪細胞と沈殿画分に骨芽細胞が分離された。上層の脂肪細胞を除去し、沈殿画分の骨芽細胞を取得した。前記(1)記載の方法により作出されたブタの成熟脂肪細胞由来のPAとマウスの成熟脂肪細胞由来のPAを、それぞれ1×104cells/mlとなるように20%血清添加したDMEM培地に再浮遊させた。その後、コラーゲンタイプ1を塗布した組織培養用の培養皿(Falcon,3001)中に播種し、37°C、5%CO2、95%空気の気相に調節した炭酸ガス培養装置内に静置して培養した。培地の交換は4日ごとに行った。ブタの成熟脂肪細胞由来のPAは培養8日後に、マウスの成熟脂肪細胞由来のPAは培養5日後にコンフルエントに到達したPAの培地を50μMハイドロコルチゾン、10%血清添加したDMEM培地(分化誘導培地)に交換し、10日間培養した。培養された細胞が筋芽細胞に分化されていることを次の方法で同定した。筋芽細胞の同定は、筋芽細胞の決定因子であるMyf5、MyoDおよび筋細胞のコミットメント因子であるミオゲニン抗体による免疫染色を指標として行った。分化誘導4日後に以下に示す方法で細胞を固定した。培養皿中の分化誘導培地と等量の4%ホルマリン液を添加し、室温で20分間静置して前固定を行なった。前固定液を除去したのち、新たに2mlの4%ホルマリン液を加え、室温で1時間静置した。固定液を除去後、リン酸緩衝液(PBS)で洗浄した。2%過酸化水素水PBSで3回洗浄して内因性パーオキシダーゼ活性を阻害した。内因性アビジン-ビオチンを阻害しのち、正常血清添加PBSで20分間ブロッキングしたのち、Myf5あるいはMyoD抗体(400倍希釈)を4°C、20時間反応させた。PBSで2回洗浄後、希釈ビオチン化2次抗体で30分間反応させたのち、PBSで2回洗浄した。ABC試薬で60分間反応させた。反応後、Tris-HClで洗浄したのち、10分間DAB染色した。蒸留水で3回洗浄したのち、観察に供試した。2)ミオゲニン抗体による免疫染色ブタの成熟脂肪細胞由来のPAは分化誘導10~18日後に、マウスの成熟脂肪細胞由来のPAは分化誘導7~10日後に、上記と同様の固定方法を用いて細胞を固定したのち、リン酸緩衝液(PBS)で3回洗浄した。2%過酸化水素水PBSで3回洗浄して内因性パーオキシダーゼ活性を阻害した。内因性アビジン-ビオチンを阻害し、正常血清添加PBSで20分間ブロッキングしたのち、ミオゲニン抗体(300倍希釈)を4°C、20時間反応させた。PBSで2回洗浄後、希釈ビオチン化2次抗体で30分間反応させたのち、PBSで2回洗浄した。ABC試薬で60分間反応させた。反応後、Tris-HClで洗浄したのち、10分間DAB染色した。蒸留水で3回洗浄したのち、観察に供試した。このようにして得られたブタの成熟脂肪細胞由来のPAより分化誘導された筋芽細胞の顕微鏡写真を図8~10に示した。マウスの成熟脂肪細胞由来のPAより分化誘導された筋芽細胞の顕微鏡写真を図11に示した。これらの図に見られるように成熟脂肪細胞に由来するPAの分化転換誘導により筋芽細胞が取得されることが確認された。ブタの成熟脂肪細胞由来のPAより分化誘導された筋芽細胞は、分化転換誘導18日後には多くの細胞が筋芽細胞特異的なマーカーを発現した。マウスの成熟脂肪細胞由来のPAより分化誘導された筋芽細胞は、分化転換誘導10日後には、その殆どの細胞が筋芽細胞特異的なマーカーを発現した。前記(1)記載の方法により作出されたブタの成熟脂肪細胞由来のPAとマウスの成熟脂肪細胞由来のPAを、それぞれ1×105cells/mlとなるように20%血清添加したDMEM培地に再浮遊させた。その後、コラーゲンタイプ1を塗布した組織培養用の培養皿(Falcon,3001)中に播種し、37°C、5%CO2、95%空気の気相に調節した炭酸ガス培養装置内に静置して培養した。培地の交換は4日ごとに行った。ブタの成熟脂肪細胞由来のPAは培養8日後に、マウスの成熟脂肪細胞由来のPAは培養5日後に、コンフルエントに到達したPAの培地を5μgインスリン、50μMアスコルビン酸、10nMトランスフォーミング増殖因子β3および1%血清添加したDMEM培地(分化誘導培地)に交換し、ブタの成熟脂肪細胞由来のPAは10~18日間培養し、マウスの成熟脂肪細胞由来のPAは14日間培養した。対照区としては、分化誘導しないPAを、また軟骨細胞に分化するラット由来のL6細胞株をポジティブコントロールに用いた。培養された細胞が軟骨細胞に分化されていることを次の方法で同定した。軟骨細胞の同定には、アルシアンブルー染色、ドルイジンブルー染色およびコラーゲンタイプII抗体による免疫染色を指標として行なった。ブタの成熟脂肪細胞由来のPAは分化誘導8日後に、マウスの成熟脂肪細胞由来のPAは分化誘導14日後に、以下に示す方法で細胞を固定したのち、アルシアンブルー(AB)で染色した。培養皿中の分化誘導培地に1mlの4%ホルマリン液を添加し、室温で20分間静置して前固定を行なった。前固定液を除去したのち、新たに2mlの4%ホルマリン液を加え、室温で1時間静置した。固定液を除去したのち、2mlの蒸留水で3回洗浄した。HClに溶解し、濾過してAB染色液を準備した。HClを細胞を固定した培養皿に入れ、5分間室温下で保持した。HClを除去したのち、2mlのAB染色液に30分間浸漬した。AB染色液を除去したのち、2mlの蒸留水で3回洗浄した。ブタの成熟脂肪細胞由来のPAは分化誘導8日後に、マウスの成熟脂肪細胞由来のPAは分化誘導14日後に、以下に示す方法で細胞を固定したのち、トルイジンブルー(TB)で染色した。培養皿中の分化誘導培地に1mlのRossman’s固定液を添加し、室温で20分間静置して前固定を行なった。前固定液を除去したのち、新たに2mlのRossman’s固定液を加え、室温で1時間静置した。固定液を除去したのち、2mlの蒸留水で3回洗浄した。2mlの0.05%(%)TB染色液に60分間浸漬することによって染色した。TB染色液を除去したのち、2mlの蒸留水で3回洗浄した。ブタの成熟脂肪細胞由来のPAは分化誘導16日後に、マウスの成熟脂肪細胞由来のPAは分化誘導14日後に、上記と同様の固定方法を用いて細胞を固定したのち、リン酸緩衝液(PBS)で洗浄した。2%過酸化水素水を加えたPBSで3回洗浄して内因性パーオキシダーゼ活性を阻害した。内因性アビジン-ビオチンを阻害しのち、正常血清添加PBSで20分間ブロッキングしたのち、コラーゲンタイプ2抗体(1000倍希釈)を4°C、20時間反応させた。PBSで2回洗浄後、希釈ビオチン化2次抗体で30分間反応させたのち、PBSで2回洗浄した。ABC試薬で60分間反応させた。反応後、Tris-HClで洗浄したのち、10分間DAB染色した。蒸留水で3回洗浄したのち、観察に供試した。このようにして取得された対照区およびブタの成熟脂肪細胞由来のPAより分化誘導された軟骨細胞の顕微鏡写真を図12(A~D)に示した。マウスの成熟脂肪細胞由来のPAより分化誘導された軟骨細胞の顕微鏡写真を図13に示した。ポジティブコントロールであるL6細胞株と同様にAB染色、TB染色およびコラーゲンタイプ2免疫染色によって、これらの図に見られるように成熟脂肪細胞に由来するPAの分化転換誘導により軟骨細胞が取得されることが確認された。グリーンフローラセントタンパク質(GFP)遺伝子を導入したトランスジェニックマウスの皮下脂肪組織中の成熟脂肪細胞を用いて、前記(1)に記載した方法で成熟脂肪細胞由来のPA株(GFP-PA)を作出した。妊娠中期の野生型雌マウスの乳腺組織より、Emermanら(Proc.Natl.Acad.Sci.USA,74:4466-4470,1977)の方法に従って乳腺上皮細胞(ME)を採取した。乳腺組織をPBSで3回洗浄したのち、0.5%(w/v)トリプシン+0.05%(w/v)EDTA液中にて組織を細切した。37°Cで30分間水平震盪したのち、0.1%(w/v)I型コラゲナーゼおよび5%FCS(v/v)添加したDMEMを加えて、さらに37°Cで45分間撹拌(100~120回/分)した。その後、細胞懸濁液を遠心処理(×200g,、1分間)して上清を除去したのち、10mlの10%FCS添加DMEMで再浮遊させた。同様の遠心洗浄処理を3回することによって、血球系細胞や繊維芽細胞を除去した。細胞懸濁液を150μmのメッシュで濾過して未消化の組織を除去して、最終的に得られた乳腺上皮細胞を培養に用いた。得られた乳腺上皮細胞をGFP-PAおよびMEを20%血清添加したDMEM培地に再浮遊させ、1型コラーゲン(1.5%)内にて3次元培養を行なった。Hepesを添加した培地(分化誘導培地)に交換し、37°C、5%CO2、95%空気の気相に調節した炭酸ガス培養装置内に静置して2週間培養した。培養2週間後にコラーゲンを培養皿底面から引きはがして浮遊させ、更に2週間培養を行なった。共培養されたGFP-PAがMEに分化転換していることを次の方法で同定した。GFP-PA由来のMEの同定には、GFP発現している細胞であることが大前提であるが、さらに上皮細胞特異的に発現しているE-カドヘリン、ビンキュリン、ケラチンおよびZO-1の抗体を用いた免疫染色を指標として行なった。対照区には、野生型のMEを用いた。Tek.)で包埋した。その後、コールドトームで0.5μmの凍結連続切片を作製した。切片を4%ホルマリン液に浸漬し、室温で1時間静置することによって固定したのち、リン酸緩衝生理食塩水(PBS)で3回洗浄した。0.1%(v/v)Tween20添加PBS(T-PBS)に5分間浸漬したのち、1.5%(v/v)ウサギ血清添加したPBSで60分間ブロッキングを行なった。その後、種々の濃度に希釈したE-カドヘリン、ビンキュリン、ケラチンおよびZO-1抗体(200~1000倍希釈)で4°C、18時間反応させた。200倍希釈したTRITC標識したマウス抗体で室温下、30分反応させた。遮光下においてPBSで2回洗浄し、標本を風乾したのち、光学顕微鏡あるいは蛍光顕微を用いて観察を行なった。このようにして得られた成熟脂肪細胞に由来するMEの顕微鏡写真を図14~17に示した。GFP-PAは3次元培養下で集合して管状構造を形成すること(図17)、またそれらはポジティブコントロールと同様の中心に腺胞腔のあるドーナッツ状の腺胞構想をとり(図16)、上皮細胞様の形態を示した。免疫染色の結果、上皮細胞様の形態を示したGFP-PAはE-カドヘリン、ビンキュリン、ケラチンおよびZO-1抗体に染色された(図16~17)。これらの図に見られるように成熟脂肪細胞に由来するGFP-PAがMEに分化転換し、乳腺胞を形成することが確認された。前記(1)記載の方法により作出されたブタの成熟脂肪細胞由来のPAとマウスの成熟脂肪細胞由来のPAを、それぞれ1×105cells/mlとなるようにブタの細胞は20%血清添加したDMEM培地に、マウスの細胞は10%血清添加したDMEM培地に再浮遊する。その後、コラーゲンタイプ1あるいは3を塗布した組織培養用の培養皿(Falcon,3001)あるいはフラスコ(Falcon,3107)中に播種し、37°C、5%CO2、95%空気の気相に調節した炭酸ガス培養装置内に静置して培養した。2000)の方法に準じて行なった。培養6~7日後、80%コンフルエントに到達したブタのPAの培地を1-10mMβ-メルカプトエタノール(BME)、20%FCS添加DMEM培地に交換し、マウスのPAの培地を1-10mMβ-メルカプトエタノール(BME)、10%FCS添加DMEM培地に交換し、それぞれ12時間培養した。BME添加DMEM培地でさらに5時間培養した。対照区としては、分化誘導しないPAを、また神経細胞に分化するNg108-15細胞株をポジティブコントロールに用いた。培養されたPAが神経細胞に分化されていることを次の方法で同定した。2)およびニューロフィラメント抗体による免疫染色を指標として行なった。培養後、分化誘導12時間後に培養皿中の分化誘導培地に1mlの4%ホルマリン液を添加し、室温で20分間静置して前固定を行なった。前固定液を除去したのち、新たに2mlの4%ホルマリン液を加え、室温で1時間静置し、リン酸緩衝液(PBS)で洗浄した。2%過酸化水素-PBSで3回洗浄して内因性パーオキシダーゼ活性を阻害した。内因性アビジン-ビオチンを阻害しのち、正常血清添加PBSで20分間ブロッキングしたのち、ネスチン、ニューロン特異的エノラーゼ、βIII-チューブリンおよびニューロフィラメント抗体(200~1000倍希釈)を4°C、20時間反応させた。PBSで2回洗浄後、希釈ビオチン化2次抗体で30分間反応させたのち、PBSで2回洗浄した。ABC試薬で60分間反応させた。反応後、Tris-HClで洗浄したのち、10分間DAB染色した。蒸留水で3回洗浄したのち、常法に従いヘマトキシリンでカウンター染色し、観察に供試した。このようにして取得されたブタの成熟脂肪細胞に由来する神経の顕微鏡写真を図18~19に示した。マウスの成熟脂肪細胞に由来する神経の顕微鏡写真を図20に示した。ブタ及びマウスのPAを神経細胞へと分化誘導した結果、それらの細胞は神経細胞様の形態を示した(図18、図20)。免疫染色の結果、神経細胞様の形態を示したPAは対照区と同様に、神経細胞分化の指標であるネスチン、ニューロン特異的エノラーゼ、βIII-チューブリン、MAP2およびニューロフィラメント抗体にそれぞれ染色された(図19)。これらの図に見られるように成熟脂肪細胞に由来するブタ及びマウスのPAを分化転換誘導することにより神経細胞が得られることが確認された。効果を列挙すると次のとおりである。取得するという分化転換機構解明のための唯一の方法である。外胚葉系幹細胞に由来することが知られているが、その分化の方向性は幹細胞からそれぞれの前駆細胞をへて脂肪細胞や骨細胞へと終末分化すると考えられてきた。取得することができる唯一の方法として、分化転換機構の解明に著しく貢献する。(2)新規の再生医療用のドナー細胞として以下のような効果がある。1)皮下脂肪を用いるので採取しやすく、ドナーの麻酔による危険性が低く、負担が少ない。採取が著しく低コストで行うことができる。3)成熟脂肪細胞はその構造から、単一な細胞群として採取することができるので、均一な細胞群が特別な機器がなくても簡単に分採することができる。4)成熟脂肪細胞由来のPAは線維芽細胞であるので、取り扱いが容易で特別な培養技術を必要としない。5)新生児から高齢者まで皮下脂肪は存在するので、治療対象者の年齢を問わず実施できる。6)受精卵を用いず実施できるので、倫理面の制約を受けることがない。美容整形外科等で廃棄されるものも再利用することができる。