UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO SUL FACULDADE DE VETERINÁRIA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS VETERINÁRIAS - PDF
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Orlando Cipriano Melgaço
1 UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO SUL FACULDADE DE VETERINÁRIA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS VETERINÁRIAS CRIOPRESERVAÇÃO DE ESPERMATOZÓIDES EQÜINOS COMPARANDO DUAS CURVAS DE CONGELAMENTO COMBINADAS COM DILUENTES COMERCIAIS: UMA ANÁLISE LABORATORIAL. PAULA BARROS TERRACIANO PORTO ALEGRE 2008
2 UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO SUL FACULDADE DE VETERINÁRIA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS VETERINÁRIAS CRIOPRESERVAÇÃO DE ESPERMATOZÓIDES EQÜINOS COMPARANDO DUAS CURVAS DE CONGELAMENTO COMBINADAS COM DILUENTES COMERCIAIS: UMA ANÁLISE LABORATORIAL. Autor: Paula Barros Terraciano Dissertação apresentada ao curso de Pós-Graduação da Faculdade de Veterinária da UFRGS como requisito parcial para a obtenção do grau de Mestre em Ciências Veterinárias na área de Reprodução Animal, sob a orientação da Pofª. Drª. Elizabeth Obino Cirne Lima e co-orientação da Profª. Drª. Eneder Rosana Oberst. PORTO ALEGRE 2008
3 AGRADECIMENTOS À minha mãe, por acreditar em mim nesta jornada. Ao meu pai e meu irmão, por me mostrarem que a distância não é um grande empecilho. Ao Diego, meu namorado, por aceitar o meu amor e oferecer-me o dele. Às minhas grandes amigas, Ana Paz e Ana Ayala, por enriquecerem o nosso local de trabalho. À minha filha, Ludmila, pela grande ajuda dispensada durante todo este caminho. À Profª Drª Elizabeth Obino Cirne Lima, minha orientadora, por me receber tão bem em seu laboratório, me apoiar em todas as horas e me mostrar que é possível fazer muitos trabalhos bem feitos. À Profª. Drª Eneder Rosana Oberst, minha co-orientadora, por ser tão solícita, inclusive aos domingos e enriquecer muito o nosso trabalho. Ao PPGCV/ CAPES por terem viabilizado e financiado este projeto. À Secretaria do PPGVET, pela disponibilidade e presteza. Ao médico veterinário Ivan Cunha Bustamante Filho pela fundamental ajuda na realização deste trabalho. À Professora Vera Wald, pela colaboração na análise estatística destes resultados. Aos colegas do Laboratório de Embriologia e Diferenciação Celular- CP/HCPA, que estiveram presentes em todas as horas. Ao Laboratório de Inseminação Artificial-FAVET/UFRGS, coordenado pelas Professoras Eneder Oberst e Maria Inês Jobim, por terem me recebido de forma tão agradável. Ao REPROLAB- FAVET/UFRGS, por ter me aberto as portas e pelas inúmeras contribuições ao trabalho. Ao Serviço de Reprodução Assistida- CCA/HCPA, por contribuir imensamente no meu crescimento profissional e ceder o Freeze Control para a realização dos congelamentos das amostras deste trabalho.
4 RESUMO Criopreservação de espermatozóides eqüinos comparando duas curvas de congelamento combinadas com diluentes comerciais: uma análise laboratorial. Palavras-chave: sêmen, eqüino, criopreservação, espermatozóide, fertilidade RESUMO Durante o processo de criopreservação de sêmen, os espermatozóides sofrem alguns danos que resultam na diminuição da fertilidade deste. O presente estudo foi realizado a fim de avaliar o efeito da utilização, combinada de duas curvas de congelamento com dois diluentes comerciais sobre a criopreservação de sêmen eqüino. Foram analisados 20 ejaculados. As amostras foram avaliadas, pela motilidade progressiva e total do sêmen pós-descongelamento e pela integridade e funcionalidade da membrana dos espermatozóides. A combinação entre curva automatizada e Botu- Crio apresentou as maiores médias, nas análises de motilidade total (55,53%) e progressiva (17,25%), após o descongelamento. O diluente Botu-Crio,isoladamente, apresentou também os melhores resultados quando foram realizadas as análises de integridade (CFDA/PI) e funcionalidade de membrana pelo teste hiposmótico.
5 ABSTRACT Cryopreservation of equine spermatozoa comparing different freezing rates combined with comercial extenders: laboratorial analysis Key-words: semen, equine, cryopreservation, sperm cell, fertility ABSTRACT During semen cryopreservation, sperm cells were submitted to some deleterious events leading to membrane damage which result in fertility decrease. This study was designed to compare the effects of two freezing techniques (conventional and automated), their freezing rates and the use of two commercial extenders as cryoprotectants (FR-5 and Botu-Crio ) on the total and progressive motility, integrity and functionality of spermatic membranes during the cryopreservation of equine semen. Twenty ejaculates were analyzed. The total and progressive motility of fresh and postthawing semen samples were evaluated by the patterns assays. The function of plasmatic membrane was measured by the hipoosmotic swelling test. The integrity of plasmatic membrane was evaluated using CFDA/PI fluorescent probes. There were significant differences between the two freezing techniques and/or between cryoprotectants for all assessed parameters. The combined used between Botu-Crio and automated curves showed better results in total and progressive post-thawing motility. The extender Botu-Crio, alone, showed better results in order to preserve the membrane integrity and function.
6 LISTA DE ABREVIATURAS C - graus Celsius cm- centímetro µl- microlitros CFDA - diacetato de carboxifluoresceína DMSO - dimetil sulfóxido DNA - ácido desoxirribonucléico g- gravidade HOST- teste hiposmótico kg- quilograma LDL- lipoproteínas de baixa densidade ml-mililitros mm- milimolar mosmol- miliosmol MP- motilidade progressiva MT- motilidade total PI- iodeto de propídio
7 SUMÁRIO Página 1 INTRODUÇÃO REVISÃO GERAL DA LITERATURA O Espermatozóide Membrana Plasmática Princípios da Criopreservação Danos à célula espermática inerentes a criopreservação Curvas de congelamento Crioprotetores Mecanismo de ação dos crioprotetores Crioprotetores não penetrantes Crioprotetores penetrantes Métodos de avaliação do sêmen Motilidade espermática Funcionalidade da membrana Integridade de membrana ARTIGO DISCUSSÃO GERAL REFERÊNCIAS... 42
8 INTRODUÇÃO A criopreservação de sêmen eqüino é de fundamental importância. Possibilita a preservação de material genético, através da constituição de bancos de sêmen e auxilia na promoção do melhoramento da espécie, já que determinadas características genéticas ou funcionais podem ser agregadas ao rebanho eqüino através da re-introdução, manutenção ou sugestão de exclusão de sêmen de um determinado animal, que transmita características indesejáveis aos seus produtos. Permite a utilização do reprodutor em éguas que estejam localizadas em regiões distantes deste, viabilizando a inseminação artificial com sêmen congelado; promovendo o aquecimento ou abertura de novos mercados; uma vez que o uso sêmen eqüino congelado para inseminação artificial é aceito por poucas Associações de raças de eqüinos até o momento. Ainda viabiliza a racionalização do uso de garanhões nas estações de monta; facilita o controle de doenças sexualmente transmissíveis; assim como, proporciona um maior aproveitamento de animais de grande valor econômico e zootécnico. Paralelamente, promove um incremento no domínio das técnicas de criopreservação de sêmen eqüino e também na eficiência das biotécnicas relacionadas com a reprodução da espécie. Com a utilização dos protocolos de criopreservação de sêmen eqüino, disponíveis no momento, os índices de fertilidade obtidos ainda são baixos, quando comparado aos resultados da utilização de sêmen fresco ou resfriado (MARSHBURN, 1992; SAMPER; MORRIS, 1998; WATSON, 2000), o que dificulta a utilização de amostras de sêmen congelado em larga escala (AMANN; PICKETT, 1987; ALVARENGA; LEÃO, 2002; HENRY et al., 2002). Com o intuito de otimizar a taxa de congelamento-descongelamento, diminuir o dano celular e aumentar a eficácia da técnica, várias pesquisas analisando diferentes métodos de criopreservação de sêmen eqüino vêm sendo realizadas, tais como a utilização de novos crioprotetores; a combinação de diferentes crioprotetores classicamente utilizados; a utilização de diferentes curvas de congelamento automatizadas ou não, assim como a criopreservação com diferentes concentrações de espermatozóides por dose. Apesar dos estudos mencionados acima, as taxas de fertilidade de sêmen eqüino congelado-descongelado ainda são muito reduzidas, desencorajando a adoção desta técnica. Entretanto, um aumento significativo no uso de sêmen eqüino congelado vem sendo visto nos últimos cinco anos. Esse aumento se deve
9 ao fato de que muitas Associações de criadores estão aceitando e registrando produtos oriundos de inseminação artificial com sêmen congelado (MOORE et al., 2006). O presente estudo teve como objetivos avaliar o efeito da criopreservação de sêmen eqüino, comparando duas técnicas: a técnica de criopreservação convencional em caixa de isopor, onde as palhetas são congeladas sob vapor de nitrogênio líquido (MARTIN et al., 1979), utilizada a campo com uma curva automatizada realizada em um congelador programável descrita por Spreckels (1994), cada qual com uma curva de indução de decréscimo de temperatura específico. Além das diferentes técnicas foram utilizados dois tipos diferentes de diluentes comerciais de sêmen (Extender FR-5 e Botu-Crio ) combinados com as técnicas de congelamento, a fim de avaliar a influência das diferentes curvas de congelamento e diferentes diluentes sobre a motilidade espermática total, motilidade espermática progressiva e integridade e funcionalidade das membranas espermáticas. Para realizar tais análises, as amostras de sêmen descongeladas foram submetidas às análises padrão de motilidade total e progressiva bem como às técnicas de coloração com corantes fluorescentes diacetato de carboxifluoresceína (CFDA) e o iodeto de propídio (PI) e ao teste hiposmótico (HOST). O presente estudo teve como objetivo: 1) Avaliar e comparar o efeito da criopreservação de sêmen eqüino utilizando as técnica de criopreservação convencional e a técnica com auxílio de um congelador programável; com diferentes diluentes comerciais sobre as características físicas e químicas do sêmen.
10 2 REVISÃO GERAL DA LITERATURA 2.1 O Espermatozóide A ultra-estrutura do espermatozóide eqüino é similar aos espermatozóides das outras espécies de mamíferos domésticos (BARTH; OKO, 1989). O espermatozóide é formado por três regiões altamente especializadas: a cabeça que acomoda o DNA da célula, estrutura vital durante a interação espermatozóide oócito; a peça intermediária, envolvida na produção de energia por acomodar as mitocôndrias e o flagelo, que está envolvido com a motilidade espermática (EDDY,1988). Essas três regiões são recobertas pela membrana plasmática (AMANN; GRAHAM, 1993). Toda a característica estrutural especializada do espermatozóide está voltada para a sua atividade funcional única, ou seja, assegurar a liberação do material genético contido no núcleo do espermatozóide para o oócito, onde a união dos pronúcleos masculino e feminino ocorre, produzindo o zigoto (EDDY; O BRIEN, 1994). Desta forma, a função principal da cabeça do espermatozóide é a liberação de uma série haplóide de cromossomos pra o oócito; enquanto, a do flagelo é promover motilidade à célula para permitir sua passagem pelo trato reprodutivo feminino e a penetração através da zona pelúcida do oócito (MORTIMER, 1997). 2.2 Membrana Plasmática A membrana plasmática é formada por duas camadas lipídicas, contendo moléculas de fosfolipídios polares, distribuídos assimétricamente, de propriedades anfipáticas, todas orientadas de maneira que a porção hidrofóbica fique direcionada para o centro da membrana e a porção hidrofílica para a superfície da membrana.os principais lipídeos presentes nesta estrutura celular são fosfolipídeos como, colina, serina, glicerol e inositol, glicoesfingolipídeos e esteróides.as células espermáticas na espécie eqüina possuem uma composição incomum de organização de lipídeos na membrana plasmática. Esta é repleta de fosfolipídeos poliinsaturados que podem compensar perdas de colesterol. Os fosfolipídeos poliinsaturados são mais flexíveis que
11 os saturados e podem, portanto, manter a dinâmica característica de bicamada lipídica desta membrana (FLESCH; GADELLA, 2000). À temperatura corpórea, a membrana plasmática apresenta-se na forma de um mosaico fluido onde as proteínas estão livres para moverem-se entre os fosfolipídeos bilaterais, uma vez que a própria função requer que as proteínas estejam aptas para moverem-se dentro da membrana (JASKO, 1994), o que a torna uma estrutura extremamente dinâmica (GADELLA et al., 2001). Os principais fatores que afetam esta fluidez são a composição relativa entre fosfolipídeos e colesterol e a temperatura à qual a membrana é exposta (HAMMERSTEDT et al., 1990). A manutenção do estado líquido dos lipídeos e das proteínas da membrana permite a movimentação livre dos componentes, o que garante suas interações (HAMMERSTEDT et al., 1990; FLESCH; GADELLA, 2000); ou seja, lipídeo-lipídeo, lipídeo-proteína. Essas interações são a base para ordenar os domínios na membrana, resultando na compartimentalização da membrana plasmática; e a manutenção desses domínios é essencial para a funcionalidade espermática (PARKS; GRAHAM, 1992). A membrana plasmática dos espermatozóides de mamíferos tem uma pronunciada organização de domínios com muitos antígenos glicoprotéicos (WOLFE et al., 1998), sendo subdividida em domínios regionais bem delineados que diferem em função e composição. Na cabeça do espermatozóide, a membrana plasmática possui dois domínios maiores: região acrossomal e região pós-acrossomal. Na região acrossomal a membrana plasmática pode ser subdividida em segmento marginal (apical), segmento principal (acrossomal) e segmento equatorial. Os segmentos marginal e principal, juntos, são denominados de capa acrossomal. A membrana plasmática do flagelo é separada em domínio da peça intermediária, que cobre a bainha mitocondrial, e domínio da cauda posterior, que cobre as peças principal e terminal da cauda (EDDY; O BRIEN,1994). 2.3 Princípios da Criopreservação Durante o processo de criopreservação, o sêmen deve ser resfriado da temperatura corpórea à temperatura ambiente (37º a 20º C), o que parece não ocasionar
12 danos aos espermatozóides quando estes se encontram diluídos em meio adequado (KEITH, 1998). O estresse inicial se dá quando o espermatozóide passa da temperatura corporal para 5ºC (SQUIRES et al., 1999). Isto se dá devido à fase de transição da membrana plasmática, do estado líquido cristalino para o estado de gel (GRAHAM, 1996; MEDEIROS, 2002). Este efeito pode ser minimizado pelo controle da taxa de resfriamento entre as temperaturas de 19º a 8º C, pela adição de lipídeos (gema de ovo) ou lipoproteína (leite) ao diluente (GRAHAM, 1996), além do uso de curvas de resfriamento lentas. Se o resfriamento for feito de maneira inadequada, as células sofrem um fenômeno conhecido como choque térmico, o qual induz danos irreversíveis aos espermatozóides, que se caracterizam por alterações nos padrões normais de motilidade (movimento circular ou retrógrado), perda rápida de motilidade, danos do metabolismo, da membrana plasmática e do acrossoma (GRAHAM, 1996; SQUIRES, 1999). Durante o processo de congelamento, a suspensão de espermatozóides atinge temperaturas abaixo do ponto de congelamento do meio (super resfriamento), antes que haja a formação de cristais. Quando os cristais de gelo começam a se formar, ocorre um aumento na temperatura que é necessário para a cristalização, o que pode vir a ser deletério para o espermatozóide, sendo minimizado pelo uso de curvas adequadas de congelamento (SQUIRES, 1999). A temperaturas em torno de 5ºC a água intra e extracelular permanece super resfriada e não cristaliza. Entre 5º a 10ºC começam a se formar cristais de gelo no meio extracelular que permanece super resfriado, ocorre troca de água para manter o equilíbrio entre o meio extracelular e o intracelular ocasionando a desidratação celular. Neste ponto, a curva de congelamento deve ser lenta para evitar o congelamento da água intracelular e rápida o suficiente para evitar o contato da célula desidratada com o meio hiperosmótico. Uma desidratação severa promove desnaturação das macromoléculas e encolhimento excessivo da célula até ocorrer um colapso da membrana (MEDEIROS, 2002). A perda de água e a desidratação são eventos desejáveis, pois reduzem a probabilidade de se formarem grandes canais de gelo dentro da célula que causariam danos as estruturas internas e/ou a membrana plasmática (SQUIRES, 1999).
13 2.4 Danos a Célula Espermática Inerentes a Criopreservação Os danos causados ao espermatozóide durante o processo de criopreservação podem resultar na redução da proporção de espermatozóides viáveis, assim como na capacidade funcional destes (GRAHAM,1996; SQUIRES,1999; WATSON, 2000; MEDEIROS, 2002). As lesões ocasionadas pelo processo de congelamento têm sido atribuídas às mudanças de temperatura, formação de cristais de gelo, danos oxidativos, alterações na membrana do espermatozóide e em seu DNA, toxicidade do crioprotetores e ao estresse osmótico (WATSON, 2000). A célula espermática é sensível ao estresse osmótico associado à adição e remoção de crioprotetores, assim como as alterações na concentração de soluto durante o congelamento (WATSON, 2000). Os efeitos deletérios dos crioprotetores estão relacionados a diversos fatores, dentre os quais, o aumento da permeabilidade da membrana plasmática, a indução da fusão da mesma, além da inibição da atividade enzimática (FAHY, 1996). Sua toxicidade pode resultar em desnaturação de proteínas e as alterações das interações da actina (FAHY, 1990). O glicerol, crioprotetor amplamente utilizado, induz mudanças nos eventos citoplasmáticos por aumentar a viscosidade ao penetrar a célula espermática, causa alterações na polimerização da tubulina, na associação dos microtúbulos, no balanço bioenergético além de atuar diretamente de modo prejudicial na membrana plasmática, no glicocálix e nas proteínas de superfície celular (HAMMERSTEDT; GRAHAM, 1992). Devido à permeabilidade da maioria dos agentes crioprotetores ser inferior a da água, ocorre um influxo de água o qual resulta no aumento do volume celular (BALL; VO, 2001). A exposição das células a uma solução hiperosmótica é responsável pela remoção da água intracelular e como conseqüência ocorre o encolhimento celular e o influxo de íons. No entanto, o descongelamento proporciona o efeito inverso; ocorre o influxo de água, que pode acarretar a ruptura da membrana (HOLT, 2000). O espermatozóide dos mamíferos comporta-se como um osmômetro linear, ocorrendo morte celular caso haja entumescimento ou encolhimento do mesmo, quando submetido a níveis superiores da tolerância osmótica espécie-específica. As lesões da membrana plasmática podem também estar relacionadas de maneira secundária ao rápido movimento da água através desta (BALL; VO, 2001).
14 2.5 Curvas de Congelamento Normalmente os protocolos de criopreservação de sêmen utilizam curvas de congelamento que vão desde 10 a 100 C por minuto, obtendo-se boas taxas de sobrevivência pós criopreservação (AGCA; CRITSER, 2002). O congelamento em aparelho automatizado foi inicialmente descrito por Almquist e Wiggins (1973), posteriormente Landa e Almquist (1979) aprofundaram os estudos da técnica, não encontrando nenhum efeito negativo da criopreservação de grande número de palhetas no aparelho de congelamento automatizado, sobre a motilidade pós-descongelamento em sêmen bovino. Por outro lado, uma das questões importantes relacionadas com a eficiência das técnicas de criopreservação é a velocidade de redução da temperatura durante o congelamento. Este tópico tem sido uma das etapas mais importantes no processo de criopreservação, visto que o grau de lesões celulares depende da curva de resfriamento (WATSON, 1995). A sobrevivência dos espermatozóides ao congelamento é reduzida se a taxa de resfriamento usada fica abaixo da temperatura considerada ótima. A região da curva de resfriamento na qual os espermatozóides eqüinos parecem ser mais sensíveis é entre 20º e 8ºC (MORAN, 1992). Se as células resfriam muito rapidamente a água intracelular congela produzindo cristais de gelo intracelulares, que danificam as membranas (MOORE, 2006). Entretanto se os espermatozóides são resfriados muito vagarosamente uma desidratação celular excessiva ocorre, causando danos irreversíveis aos compartimentos celulares (MOORE, 2006). 2.6 Crioprotetores Os crioprotetores devem ser adicionados ao meio para que haja uma proteção do espermatozóide durante a criopreservação e o descongelamento (GRAHAM, 1996; SQUIRES et. al., 1999;ARRUDA, 2000). São importantes para evitar a formação de gelo intracelular (MEDEIROS, 2002). Estes componentes são classificados como penetrantes e não penetrantes ou intra e extracelulares (GRAHAM, 1996; ARRUDA,
15 2000). Altas concentrações de crioprotetores são deletérias aos espermatozóides devido a sua toxicidade e podem resultar na redução da fertilidade após a inseminação artificial Mecanismo de Ação dos Crioprotetores O modo pelo qual os crioprotetores atuam não se encontra totalmente elucidado. Acredita-se que reduzam o ponto de congelamento da solução, que é determinado como a temperatura em que ocorre a formação dos primeiros cristais de gelo puro. A estrutura molecular é um parâmetro importante para determinar a eficiência dos crioprotetores, uma vez que possuem afinidade pela água, o que é devido a presença de grupamentos amina e hidroxila em sua composição. Tais grupamentos favorecem a formação de pontes de hidrogênio com as moléculas de água (BAUDOT, et al., 2002). Estas ligações alteram a orientação das moléculas de água dos cristais de gelo, criando um ambiente menos prejudicial às células (DALIMATA, 1997). Apesar de imprescindíveis para a sobrevivência dos espermatozóides no processo de congelamento, os crioprotetores possuem efeitos tóxicos para o espermatozóide, tornando algumas substâncias utilizadas na criopreservação de outros tipos celulares impróprias para a célula espermática (WATSON, 2000). Em altas concentrações podem resultar na redução da fertilidade devido à toxicidade, que pode ser ocasionada pela lesão celular, por danos osmóticos e caso se encontrem em altas concentrações, interferir nas interações entre o espermatozóide e o trato reprodutivo da fêmea (GRAHAM, 1996) Crioprotetores Não Penetrantes Incluem-se nesta categoria os açucares (lactose, frutose, rafinose ou trealose) e os polímeros sintéticos (metil celulose). Os criprotetores não penetrantes protegem as células basicamente através de efeitos osmóticos. Em suspensão em um meio hipertônico, as células perdem seu conteúdo de água, o que diminui a possibilidade de
16 formação de cristais dentro da célula. Estes componentes agem como solutos ou colóides, não servindo como solventes (GRAHAM, 1996). Algumas substâncias, dentre as quais os lipídeos, proteínas e macromoléculas, são eficientes na proteção da célula espermática durante o processo de congelamento sem que para isso necessitem penetrar no espermatozóide, são estes a gema de ovo, leite, alguns açúcares e a albumina sérica bovina (KEITH, 1998). A gema de ovo é rotineiramente utilizada nos diluentes para criopreservação de sêmen de mamíferos com o intuito de proteger contra o choque térmico (MOUSSA et al., 2002). Acredita-se que sua ação seja devida à presença de lipoproteínas de baixa densidade (LDL), que aderem à membrana celular durante o processo de criopreservação, preservando a membrana do espermatozóide (MOUSSA et al., 2002), atuando na superfície da membrana plasmática, restaurando a perda de fosfolipídeos e aparentemente induzindo a uma alteração transitória de sua composição, conseqüentemente prevenindo a ruptura da membrana plasmática (FARSTAD, 1996). Os fosfolipídeos que compõem a fração LDL da gema de ovo protegem o sêmen especificamente durante o processo de resfriamento a 5ºC. O uso de fosfatidilserina purificada tem demonstrado proteger as células espermáticas de bodes e touros contra o choque térmico. Lipossomas que compõem o colesterol e a fosfatidilserina protegem o espermatozóide de bovinos e garanhões dos danos do processo de congelamento possivelmente por prevenir das alterações deletérias durante a criopreservação (WILHELM et al., 1996). A prevenção conferida pelos lipídeos com relação ao choque térmico parece estar relacionada a quelação do íon Ca +2 do meio, evitando sua entrada no espermatozóide. É possível que os lipossomas interajam com o cálcio e outros componentes do meio de congelamento que afetem a tonicidade ou a fração da água não congelada durante a criopreservação (WILHELM et al., 1996). Os açúcares atuam através da pressão osmótica na desidratação celular, reduzindo a água passível de ser congelada no interior da célula de modo a reduzir o dano causado pela cristalização de gelo (AISEN, 2002). Além de atuarem como crioprotetores, os açúcares são substrato energético para o espermatozóide durante a incubação (YILDIZ et al., 2000), conferem proteção à membrana plasmática durante o congelamento e o descongelamento, através de interações diretas com a membrana, as quais envolvem ligações de hidrogênio dos grupos hidroxil dos açúcares com os grupos fosfatos, localizados na cabeça dos fosfolipídios. Por restaurarem o percentual de água ao redor dos grupos das cabeças dos fosfolipídios, os açúcares podem prevenir os danos
17 causados pela desidratação extrema. Geralmente, os dissacarídeos, sacarose e trealose, são mais efetivos em estabilizar a bicamada do que os monossacarídeos (DE LEEUW, 1993), mantendo sua capacidade de transporte de cálcio, inibição da fusão de membranas e manutenção de lipídeos numa fase fluida na ausência de água (ANCHORDOGUY et al., 1987; CROWE et al., 1987). Alguns aminoácidos como a glutamina, histidina e glicina betaína têm sido utilizados na criopreservação de sêmen de ovinos, garanhões e humanos (KUNDU et al., 2001). O uso de L-glutamina a 80mM acrescido ao diluente INRA82 e glicerol melhorou significativamente a motilidade do sêmen de jumento após descongelamento, não havendo diferença significativa no grupo controle. Os grupos contendo 160mM e 240mM de glutamina tiveram seus valores significativamente mais baixos (TRIMECHE et al., 1996) Crioprotetores Penetrantes São substâncias que atuam tanto no meio intra como extracelular. Os mais comumente utilizados são o glicerol, o etilenoglicol, o DMSO e as amidas (KEITH, 1998). Watson (1979) sugere que estas substâncias atuem através de propriedade coligativa com a água, ou seja, reduzindo seu ponto de congelamento. Uma solução que contém glicerol, por exemplo, disporá de mais água não congelada do que outra sem o glicerol, aumentando o volume dos canais de solventes não congelados, reduzindo a concentração de sais das porções não congeladas. Portanto, atuam tanto como solvente quanto como soluto. A descoberta da ação do glicerol foi de grande importância na criopreservação de sêmen, pois até então este evento não era possível (KEITH, 1998; HOLT, 2000) e ainda é o agente mais utilizado nas espécies mamíferas domésticas (FARSTAD, 1996). O glicerol penetra na membrana celular através da difusão passiva, permanecendo na membrana e no citoplasma (PARKS; GRAHAM, 1992), reduz o estresse osmótico através da reposição de água necessária para manutenção do volume celular, das interações com íons e macromoléculas, assim como pela redução do ponto de congelamento da água (MEDEIROS et al., 2002).
18 O uso do glicerol na criopreservação do sêmen eqüino pode estar relacionado à baixa motilidade pós-descongelamento e redução da fertilidade (GOMES et al., 2002). O efeito tóxico do glicerol tem sido relatado por muitos autores (FAHY, 1986; WATSON, 1995; AGCA; CRITSER, 2002) e sua toxicidade parece causar desnaturação das proteínas, alteração nas interações de actina, além de ocasionar mudanças nos eventos citoplasmáticos devido ao aumento da viscosidade pelo glicerol intracelular, modificações na polimerização da tubulina, na associação de microtúbulos, atuação direta na membrana plasmática, alterações no glicocálix e nas proteínas da superfície celular (ALVARENGA et al.,2000 a). A concentração de glicerol ideal para a sobrevivência do espermatozóide é espécie dependente, e varia de acordo com a curva de congelamento, de outros componentes do diluente e ainda do método de envase. Em bovinos, varia entre 7 a 9%, nos caprinos, de 3 a 4%, em cães varia de 2 a 10% e em humanos é congelado com 5 a 10 % (FARSTAD, 1996). Em eqüinos, existem grandes variações nas concentrações de glicerol utilizadas, mas se considera necessário o uso de um percentual inferior ao utilizado para bovinos (KEITH, 1998). Em estudo comparativo do glicerol e outros crioprotetores, dentre eles etileno glicol, dimetil formamida e dimetil sufóxido, utilizando 10 ejaculados de 10 garanhões, constatou-se a equivalência no uso dos crioprotetores, com exceção do dimetil sufóxido, que determinou resultado inferior (ALVARENGA et al., 2000b). Outro estudo comparativo entre etilenoglicol e glicerol demonstrou atuação semelhante destes, que quando combinados, possibilitou a redução do teor de glicerol, diminuindo o seu efeito tóxico (ALVARENGA et al.,2000 a). Com relação à fertilidade, o uso de sêmen eqüino criopreservado com etilenoglicol associado a diluente contendo lactose e gema de ovo, resultou em gestação de três das cinco éguas do grupo testado (KOTYAGINA, 1963). Foram reportados índices de 80% de prenhez em éguas inseminadas com sêmen congelado tanto com glicerol, como com etilenoglicol (ROMBE et al., 1965). Estes resultados indicam que o etilenoglicol pode ser usado na criopreservação do espermatozóide eqüino, uma vez que não interfere na sua fertilidade, conforme o referido por Keith (1998). O dimetilsufóxido é muito usado como crioprotetor, uma vez que penetra rapidamente na membrana plasmática. Para que um soluto atue desta maneira, é necessário que seja solúvel à membrana, assim como em água. Este crioprotetor tem como inconveniente a capacidade de causar alterações na membrana, as quais danificam
19 e inviabilizam as células, o que torna os crioprotetores penetrantes geralmente tóxicos para as células (WOLFE; BRYANT, 2001). A dimetilacetamida e o dimetilsufóxido são uma alternativa na criopreservação de sêmen por não apresentarem os efeitos tóxicos do glicerol (BLANCO et al., 2000), sendo estes usados para congelar sêmen de peixes, como também o glicerol, metanol e o propileno glicol (BAUNLY et al., 1999). A dimetilacetamida apresentou resultados superiores quando comparada ao glicerol ou ao dimetilsufóxido no congelamento de espermatozóides de aves, obtendo o mesmo resultado para células espermáticas de trutas, além da fertilidade e da viabilidade serem superiores quando comparadas com o glicerol e o dimetilsufóxido (KEITH, 1998). Dimetilformamida e metilformamida são crioprotetores que vem sendo utilizados com grande sucesso no congelamento de sêmen eqüino. Seu uso para congelamento de sêmen de garanhões com boa congelabilidade não proporciona aumento da motilidade e sim resultados semelhantes ao glicerol (KEITH, 1998). No entanto, a utilização desses agentes em garanhões com baixa resistência ao processo de criopreservação, manifestou melhores resultados quando comparados com o glicerol (GOMES et al., 2002). O uso combinado de crioprotetores confere maior proteção em relação ao seu uso isolado (DALIMATA; GRAHAM, 1997). Assim, a associação da dimetil formamida e do glicerol, conforme a composição do meio diluidor MP50, proporcionou uma melhor proteção da célula espermática durante o congelamento, pois além da obtenção de excelentes resultados laboratoriais pós-descongelamento determinou índices de fertilidade superiores aos descritos na literatura. Este diluente combina os dois agentes citados, e também é enriquecido com açúcares e substratos de cultivo celular, como fontes de macromoléculas, além da presença de gema de ovo e leite desnatado, de modo que a associação destes componentes, da dimetilformamida e do glicerol foi extremamente favorável à proteção do espermatozóide eqüino durante o processo de congelamento (PAPA et al.,2002). 2.7 Métodos de Avaliação do Sêmen As avaliações in vitro do sêmen são de grande importância para a análise das características relacionadas com a capacidade fecundante do espermatozóide, tais como,
20 a motilidade, a integridade morfológica, a funcionalidade e a integridade da membrana plasmática. Johnson et al. (1996) afirmam que o uso de um único teste para avaliar o potencial fecundante do espermatozóide é ilusório, ao passo que a combinação de vários testes dará maior segurança na estimativa da função espermática Motilidade Espermática A avaliação da motilidade espermática é um dos principais recursos para avaliar os efeitos da criopreservação dos espermatozóides, sendo utilizada em diversos estudos para se obter comparações entre diluentes, métodos de resfriamento e congelamento e diluições utilizadas. Sua observação é considerada um elemento importante na avaliação da função espermática (KENNEY et al., 1983; VARNER et al., 1988; PICKETT, 1993). A motilidade é um componente indispensável no mecanismo da fertilização, e sua perda irreversível resulta na perda da função celular. Por outro lado, sua manutenção não implica integridade celular completa (VARNER et al.,1988) e não tem correlação absoluta com a fertilidade (PACE; SULLIVAN, 1975; BEDFORD et al., 1995; KELLER, 1998). Para melhorar a avaliação da motilidade, muitos pesquisadores têm utilizado diluentes de sêmen, com taxas de diluição de 1:2. Os diluentes de sêmen previnem a aglutinação e reduzem a influência da concentração espermática e do ph seminal sobre a avaliação subjetiva da motilidade (MATTOS, 1995; KELLER, 1998; LAGARES et al., 2000). O objetivo de se avaliar a motilidade espermática é determinar a porcentagem de espermatozóides que estão vivos dentro de um ejaculado. A motilidade total é definida como a porcentagem de espermatozóides que apresentam movimento circular, pendular, progressivo ou em serpentina. Para se obter uma avaliação mais confiável, avalia-se também a porcentagem de espermatozóides com motilidade progressiva, pois estes estão relacionados com altos índices de fertilidade (PICKET; VOSS, 1972). Entende-se por motilidade progressiva a porcentagem de células que estão se movimentando ativamente para frente. Incluem-se, também, os espermatozóides com movimentos circulares amplos, devido à alta incidência de implantações abaxiais do colo (BIELANSKI; KACZMARSKI, 1979). O número de espermatozóides com motilidade progressiva, além de se constituir de
21 critério de avaliação do potencial de fertilidade de um garanhão (KENNEY et al., 1983), também é utilizado para determinar a dose inseminante e maximizar a eficiência reprodutiva de garanhões em programas de inseminação artificial (PICKET; VOSS, 1972) Funcionalidade da Membrana-Teste Hiposmótico O teste hiposmótico (HOST) foi inicialmente utilizado para avaliar a função da membrana plasmática e a capacidade de fertilização do espermatozóide humano (JEYENDRAN et al., 1984), e tem sido utilizado para a avaliação espermática em muitas espécies, tais como: bovinos, eqüinos e humanos (CORREA; ZAVOS, 1994; KELLER, 1998; NIE; WENSEL, 2001; CHAN et al., 1988). Geralmente a avaliação é realizada utilizando-se de soluções hiposmóticas de citrato de sódio e frutose. No entanto, Lomeo e Giambérsio (1991) realizaram a avaliação da funcionalidade da membrana espermática em sêmen humano, utilizando água destilada (Water Test). Lagares et al. (2000) modificaram a técnica, adaptando-a para o uso em sêmen eqüino. O teste hiposmótico avalia se as membranas espermáticas são funcionais. As membranas biológicas são responsáveis pela homeostase celular, por meio das trocas realizadas com o meio externo. A membrana forma uma barreira semipermeável para moléculas e serve para manter e modular a composição do meio intracelular. Além disso, a membrana protege a célula contra as influências do ambiente extracelular, tanto no trato genital masculino, até os espermatozóides serem ejaculados, como no trato genital feminino até ocorrer à fertilização. Protege também de influências não fisiológicas, quando os espermatozóides são colocados nos diluentes seminais (EINARSSON, 1992). Os espermatozóides íntegros mantêm um equilíbrio osmótico com o ambiente em que se encontram.quando os espermatozóides são expostos às soluções hiposmóticas, aqueles com membrana funcional sofrem aumento de tamanho, no intuito de estabilizar o equilíbrio osmótico, produzindo um inchaço típico na região da cauda e, conseqüentemente, alterações na morfologia espermática. Ao sofrerem o choque osmótico, os espermatozóides tendem a promover um dobramento de cauda, indicando
22 que possuíam membranas íntegras antes do teste (DREVIUS; ERIKSSON, 1966; DELL AQUA JÚNIOR et al.,2002) Integridade da Membrana Os testes laboratoriais de análise de sêmen buscam a predição de sua capacidade fertilizante. Dentre estes testes, as técnicas que utilizam corantes fluorescentes vem ganhado importância por sua característica de marcar estruturas específicas das células e de detectar integridade estrutural ou funcionalidade de forma clara (CELEGHINI, 2005). Várias sondas fluorescentes podem ser utilizadas para a avaliação da integridade da membrana plasmática espermática, como o brometo de etídio (BILGILI; RENDEN, 1984), corantes supravitais Hoescht e (CASEY, et al.,1993; DE LEEUW et al., 1991; MAXWELL et al.,1997), Diacetato de Carboxifluoresceína (CFDA) e Iodeto de Propídio (PI) (GARNER et al,1986, HARRISON; VICKERS, 1990) A coloração de fluorescência utilizando o CFDA e o PI, desenvolvida para avaliar a integridade estrutural dos espermatozóides, foi baseado na hidrólise que o CFDA sofre ao penetrar os espermatozóides. O processo de hidrólise é desencadeado por esterases não específicas dentro da célula, produzindo carboxifluoresceína livre, que é retida dentro dos espermatozóides quando a membrana plasmática está intacta, produzindo coloração verde fluorescente. A maioria dos espermatozóides com membranas intactas acumula carboxifluoresceína em todos os compartimentos celulares. Quando danificada, a membrana torna-se permeável ao PI, indicando, através da coloração vermelha, a morte espermática (JOHNSON et al., 1996). Este corante tem afinidade pelo núcleo e penetra apenas células com membranas lesadas, ligando-se ao DNA (HARRISON; VICKERS, 1990). A integridade da membrana plasmática tem sido avaliada em amostras de sêmen criopreservadas de várias espécies animais como suínos (ZOU; YANG, 2000), ovinos (VALCÁRCEL et al., 1994) e eqüinos (ZÚCCARI, 1998). Os resultados da coloração de fluorescência utilizando CFDA e PI têm sido correlacionados com os resultados de motilidade das amostras avaliadas (HARKEMA; BOYLE 1992). Esta correlação foi observada em amostras descongeladas de sêmen eqüino (SNOECK, 2003; BUSTAMANTE, 2006), e ovino (VALCÁRCEL et al., 1994).
23 3 ARTIGO Artigo nas normas editoriais para publicação na Revista Ciência Rural Universidade Estadual de Santa Maria. Aceito em Abril/2008 Criopreservação de espermatozóides eqüinos comparando duas curvas de congelamento combinadas com diluentes comerciais: uma análise laboratorial. Cryopreservation of equine spermatozoa comparing different freezing rates combined with commercial extenders: laboratorial analysis Paula Barros Terraciano I,IV, Ivan Cunha Bustamante-Filho I, II, Ludmila do Vale Miquelito I, Tamarini Rodrigues Arlas III,IV, Fabiana Castro III, Rodrigo Costa Mattos III,IV, Eduardo Pandolfi Passos I, Eneder Rosana Oberst II,IV, Elizabeth Obino Cirne Lima I,IV,V. RESUMO Durante o processo de criopreservação de sêmen, os espermatozóides sofrem alguns danos que resultam na diminuição da fertilidade deste. O presente estudo foi realizado com o objetivo de avaliar os efeitos da utilização combinada de duas curvas de congelamento com dois diluentes comerciais (FR-5 e Botu-Crio ) sobre a criopreservação de sêmen eqüino. Foram analisados 20 ejaculados de dois garanhões. As amostras foram avaliadas por microscopia de contraste de fase e microscopia de epifluorescência, observando-se a motilidade progressiva e total do sêmen pósdescongelamento e a integridade e funcionalidade da membrana dos espermatozóides. A combinação entre curva automatizada e Botu-Crio apresentou as maiores médias, nas análises de motilidade total e progressiva, após o descongelamento. O diluente Botu- Crio, isoladamente, preservou também as membranas destes, quando foram realizadas as análises de integridade utilizando teste com diacetato de carboxifluoresceína e iodeto de propídio e funcionalidade de membrana pelo teste hiposmótico. Palavras-chave: sêmen, eqüino, criopreservação, espermatozóide, crioprotetores I - Laboratório de Embriologia e Diferenciação Celular, Centro de Pesquisas, Hospital de Clínicas de Porto Alegre; II - Laboratório de Inseminação Artificial, Faculdade de Veterinária, UFRGS; III REPROLAB, Faculdade de Veterinária, UFRGS; IV- Programa de Pós Graduação em Ciências Veterinárias, Faculdade de Veterinária, UFRGS; V- Departamento de Patologia Clínica Veterinária, Faculdade de Veterinária, UFRGS.Autor para correspondência: - Laboratório de
24 Embriologia e Diferenciação Celular, Centro de Pesquisas, HCPA - Rua Ramiro Barcelos, 2350, CEP Porto Alegre, RS. ABSTRACT During semen cryopreservation, sperm cells were submitted to several deleterious events leading to membrane damage which result in fertility decrease. This study was designed to compare the effects of two freezing techniques (conventional and automated), and the use of two commercial extenders as cryoprotectants (FR-5 and Botu-Crio ) on total and progressive motility, integrity and functionality of spermatic membranes during the cryopreservation of equine semen. Twenty ejaculates from two stallions were analyzed. The total and progressive motility of fresh and post-thawing semen samples were evaluated by patterns assays. Function of plasmatic membrane was measured by the hipoosmotic swelling test. Integrity of plasmatic membrane was evaluated using carboxifluorescein diacetate and iodidium propide fluorescent probes. There were significant differences between the two freezing techniques and/or between cryoprotectants for all assessed parameters. The combination of Botu-Crio and automated curves showed better results on total and progressive post-thawing motility. The extender Botu-Crio, alone, showed to better preserve the membrane integrity and function. Keywords: semen, equine, cryopreservation, spermatozoon cell, cryoprotectants INTRODUÇÃO A utilização de biotecnologias cada vez mais modernas tem contribuído para o avanço da reprodução de diversas espécies animais, em especial animais de produção. O desenvolvimento de técnicas adequadas para a preservação e o armazenamento de sêmen possibilita melhor aproveitamento de animais de alto valor zootécnico, permitindo o uso da genética de animais que não possam temporária ou permanentemente serem utilizados na reprodução, além de permitir o transporte de sêmen a longas distâncias, sendo considerado como o melhor seguro biológico de reprodutores geneticamente superiores. Porém, os índices de fertilidade obtidos com sêmen eqüino congelado são ainda muito inferiores aos obtidos com sêmen congelado de bovinos, por exemplo, (PARKS & GRAHAM, 1992). Uma das questões importantes relacionadas com a eficiência das técnicas de criopreservação é a velocidade de redução da temperatura durante o congelamento. O
25 tipo de curva utilizada no congelamento tem influência direta no grau de lesões celulares, devido a processos de desidratação e formação de cristais de gelo intracelulares (MOORE et al., 2006). Além disso, meios diluentes de sêmen são utilizados com o objetivo de proteger os espermatozóides contra os efeitos deletérios do resfriamento a temperaturas críticas. Entretanto, a criopreservação de sêmen eqüino não é uma tecnologia estabelecida (ALVARENGA et al., 2005). Nos últimos anos diversas modificações têm sido propostas para a melhoria da técnica como a utilização de diluentes à base de leite em substituição ao ovo (PALMER 1984, VIDAMENT et al., 2001), e a utilização de amidas no lugar do glicerol (VIDAMENT et al., 2001, ALVARENGA et al., 2005). O presente trabalho teve como objetivo demonstrar o efeito de duas diferentes curvas de congelamento combinadas com dois diferentes diluentes comerciais sobre as características funcionais e estruturais dos espermatozóides eqüinos. MATERIAL E MÉTODOS Foram utilizados dois garanhões com fertilidade comprovada com seis e trinta anos de idade, um da raça Puro Sangue Inglês e um sem raça definida. Ambos os animais encontravam-se em atividade sexual, com a produção espermática estabilizada, num regime de três coletas semanais. As amostras de sêmen foram coletadas pelo método de vagina artificial, modelo Hannover, com intervalo médio de coletas de três dias, perfazendo um total de 10 coletas por animal. O período de coletas estendeu-se de outubro a dezembro de Uma parcela das amostras (1ml) foi reservada para as análises do sêmen fresco e o restante foi processado para o congelamento. Após a coleta, a fração gel foi desprezada e o sêmen foi filtrado em gaze estéril. A seguir as amostras foram avaliadas em microscópio de contraste de fase (200 x) quanto à motilidade progressiva (MP) e à motilidade total (MT), 20µl de sêmen entre lâmina e lamínula pré-aquecidas a 37 C, sobre mesa térmica. A avaliação da MP e da MT foi realizada de forma subjetiva, pelo mesmo observador, conforme definição de KENNEY et al. (1983). Para a análise da integridade física da membrana, 400µl de sêmen foram incubados com 3µl de iodeto de propídio (PI) e 2µl de diacetato de carboxifluoresceína (CFDA), a 37 C por 8 minutos. A amostra foi avaliada por microscopia de epifluorescência, em aumento de 1000 x, sob imersão. Um total de 100 espermatozóides
26 por amostra foi avaliado. Foram considerados íntegros aqueles espermatozóides que apresentaram coloração verde (HARKEMA & BOYLE, 1992). A integridade funcional da membrana plasmática foi avaliada por meio do teste hiposmótico. Para tanto, 200 µl de água destilada foram adicionados a 100µL de sêmen (osmolaridade: 100 mosmol/kg). As amostras foram incubadas a 37 C por oito minutos, conforme descrito por LOMEO & GIAMBERSIO (1991), modificado por LAGARES et al. (2000). Posteriormente, amostras de sêmen foram analisadas em microscópio de contraste de fase em aumento de 400 x. Foram avaliados 100 espermatozóides por amostra e foram considerados íntegros os espermatozóides que promoveram um enrolamento da cauda (LOMEO & GIAMBERSIO, 1991). Paralelamente à realização das análises das amostras de sêmen fresco, cada ejaculado foi dividido em duas frações, que foram diluídas 1:1 (v: v), com os diluentes de centrifugação comerciais FR-1 (Nutricell-Rua Dimas de Toledo Piza, 521, - Campinas, SP) ou Botu-Sêmen (Biotech Botucatu, João Passos 573, Botucatu-SP) à temperatura de 37 C. As amostras foram centrifugadas a 650 x g por 10 minutos. Após a centrifugação, o sobrenadante foi desprezado e o precipitado foi ressuspendido com os diluentes estudados. A concentração espermática foi avaliada em câmara de Neubauer. Cada ejaculado coletado foi fracionado em duas alíquotas, que foram diluídas nos dois diferentes diluentes. Depois, o sêmen foi envasado em palhetas de 0,5 ml e concentração de 50x10 6 milhões de espermatozóides, submetidas a duas diferentes técnicas de congelamento. O diluente FR-5 é composto por leite desnatado e gema de ovo. Ele contém glicerol como criprotetor e não contém amidas em sua formulação. O diluente Botu- Crio contém açúcares, aminoácidos, gema de ovo, glicerol e metilformamida. Metade das amostras, diluídas em Botu-Crio foram submetidas à curva de congelamento automatizada (A) e a outra metade, à curva de congelamento convencional, não-automatizada (B). Da mesma forma, as palhetas contendo as amostras diluídas com o FR-5 foram também congeladas com as duas curvas citadas. Foram utilizadas duas curvas de congelamento, denominadas A e B. A curva de congelamento A foi realizada utilizando-se um sistema congelador automatizado programável, modelo Freeze Control (CL-8800, Cryologic PTY. LTD; Austrália). A curva utilizada seguiu o protocolo descrito a seguir (SPRECKELS, 1994): início em 24 C, redução da temperatura até 5 C a 0,3 C/min. De 5 C a -15 C, redução de temperatura de 10 C/min. De -15 C até -100 C, redução de temperatura de -
27 25 C/min. A partir de -100 C, a temperatura foi reduzida em queda livre, com taxa de decréscimo de aproximadamente 30 C/min. A curva de congelamento B foi realizada conforme descrito por KNEIßL, S. (1993) em que as palhetas devem ser dispostas horizontalmente em vapor de nitrogênio líquido, em uma estante posicionada a 3 cm acima do nível do nitrogênio, por 20 minutos, e mergulhadas imediatamente no nitrogênio líquido. Neste sistema, a taxa média de congelamento do sêmen é de - 70 C/minuto. Após o congelamento, as palhetas foram estocadas em botijão criogênico por pelo menos uma semana antes de serem descongeladas e avaliadas. As amostras foram descongeladas em banho-maria a 37 C por 30 segundos e posteriormente foram avaliadas quanto à motilidade total e progressiva, integridade e funcionalidade da membrana plasmática, conforme descrito anteriormente para as amostras de sêmen fresco. Para a análise estatística dos resultados obtidos, foi realizada análise de variância considerando um delineamento inteiramente casualizado, em um modelo fatorial 2x2, com interação. Como co-variável foi considerado o valor do sêmen fresco da variável em estudo. Para comparação entre médias, foi utilizado o teste de Tukey, com nível de significância de 5%. Os dados foram analisados pelo programa Minitab - versão RESULTADOS As amostras de sêmen fresco, sem diluição, apresentaram valor médio de motilidade progressiva de 14,2 % ±6,9 e valor médio de motilidade total de 70 % ±18,2. A porcentagem média de integridade de membrana foi 81,9 % ±8,9 e a funcionalidade de membrana apresentou valor médio de 71,5 % ±10,1. A motilidade total e a motilidade progressiva foram significativamente superiores (P<0,05) nas amostras congeladas com o diluente Botu-Crio, nas curvas A e B, quando comparadas às amostras congeladas com o diluente FR-5. Foi observada interação significativa entre diluente e curva de resfriamento, tanto para MP (P<0,01) quanto para MT (P<0,01) (Figura 1). As amostras diluídas em Botu-Crio apresentaram índices significativamente superiores de células íntegras (P<0,05), quando comparadas com os índices obtidos com o diluente FR-5 independentemente da curva de congelamento utilizada. A curva de congelamento A apresentou índices significativamente superiores (P<0,05) de células íntegras, quando comparada aos índices obtidos com a curva B, independentemente do diluente utilizado. Não houve interação entre curva e diluente. (Figura 1). De forma semelhante, as amostras de sêmen eqüino criopreservadas com o diluente Botu-Crio